Спонтанные повреждения днк ошибки репликации депуринизация дезаминирование

Процесс,
позволяющий живым организмам
восстанавливать повреждения, возникающие
в ДНК, называют репарацией. Все
репарационные механизмы основаны на
том, что ДНК — двухцепочечная молекула,
т.е. в клетке есть 2 копии генетической
информации. Если нуклеотидная
последовательность одной из двух цепей
оказывается повреждённой (изменённой),
информацию можно восстановить, так как
вторая (комплементарная) цепь сохранена.

Процесс
репарации происходит в несколько этапов.
На первом этапе выявляется нарушение
комплементарности цепей ДНК. В ходе
второго этапа некомплементарный
нуклеотид или только основание
устраняется, на третьем и четвёртом
этапах идёт восстановление целостности
цепи по принципу комплементарности.
Однако в зависимости от типа повреждения
количество этапов и ферментов, участвующих
в его устранении, может быть разным.

Очень
редко происходят повреждения, затрагивающие
обе цепи ДНК, т.е. нарушения структуры
нуклеотидов комплементарной пары. Такие
повреждения в половых клетках не
репарируются, так как для осуществления
сложной репарации с участием гомологичной
рекомбинации требуется наличие
диплоидного набора хромосом.

А.
Спонтанные повреждения

Нарушения
комплементарности цепей ДНК могут
происходить спонтанно, т.е. без участия
каких-либо повреждающих факторов,
например в результате ошибок репликации,
дезаминирования нуклеотидов, депуринизации.

Ошибки
репликации

Точность
репликации ДНК очень велика, но примерно
один раз на 10⁵-10⁶ нуклеотидных
остатков происходят ошибки спаривания,
и тогда вместо пары нуклеотидов А-Т, G-С
в дочернюю цепь ДНК оказываются
включёнными нуклеотиды, некомплементарные
нуклеотидам матричной цепи. Однако
ДНК-полимеразы δ, ε способны после
присоединения очередного нуклеотида
в растущую цепь ДНК делать шаг назад (в
направлении от 3′- к 5′- концу) и вырезать
последний нуклеотид, если он некомплементарен
нуклеотиду в матричной цепи ДНК. Этот
процесс исправления ошибок спаривания
(или коррекция) иногда не срабатывает,
и тогда в ДНК по окончании репликации
остаются некомплементарные пары, тем
более, что ДНК-полимераза а лишена
корректирующего механизма и «ошибается»
чаще, чем другие полимеразы.

При
неправильном спаривании в первичной
структуре дочерней цепи ДНК необычные
основания не появляются, нарушена только
комплементарность. Система репарации
некомплементарных пар должна происходить
только на дочерней цепи и производить
замену некомплементарных оснований
только в ней. Ферменты, участвующие в
удалении неправильной пары нуклеотидов,
распознают матричную цепь по наличию
метилированных остатков аденина в
последовательностях -GATC-. Пока
основания нуклеотидных остатков в
дочерней цепи неметилированы, ферменты
должны успеть выявить ошибку репликации
и устранить её.

Распознавание
и удаление (первый этап) некомплементарного
нуклеотида происходят при участии
специальных белков mut
S, mut L, mut H.
Каждый из белков выполняет свою
специфическую функцию. Mut S находит
неправильную пару и связывается с этим
фрагментом. Mut Н присоединяется к
метилированному (по аденину) участку
-GATC-, расположенному вблизи некомплементарной
пары. Связующим между mut S и mut Н служит
белок mut L, его присоединение завершает
образование активного фермента.
Формирование комплекса mut S, mut L, mut Н на
участке, содержащем ошибку, способствует
проявлению у белка mut Н эндонуклеазной
активности. Ферментативный комплекс
гидролизует фосфоэфирную связь в
неметилированной цепи .

К
свободным концам цепи присоединяется
экзонуклеаза (второй этап). Отщепляя по
одному нуклеотиду в направлении от 3′-
к 5′- концу дочерней цепи, она устраняет
участок, содержащий некомплементарную
пару. Брешь застраивает ДНК-полимераза
β (третий этап), соединение основного и
вновь синтезированного участков цепи
катализирует фермент ДНК-лигаза
(четвёртый этап). Для успешного
функционирования экзонуклеазы,
ДНК-полимеразы р и ДНК-лигазы необходимо
участие в репарации хеликазы и SSB-белков.

Депуринизация
(апуринизация)

ДНК
каждой клетки человека теряет за сутки
около 5000 пуриновых остатков вследствие
разрыва N-гликозидной связи между пурином
и дезоксирибозой .

Тогда
в молекуле ДНК на месте этих оснований
образуется участок, лишённый азотистых
оснований, названный АП-сайтом (AP-site,
или апуриновый сайт). Термин «АП-сайт»
используют также в тех случаях, когда
из ДНК выпадают пиримидиновые основания
и образуются апиримидиновые сайты (от
англ, apurinic-apyrimidinic
site).

Этот
тип повреждений устраняет
фермент ДНК-инсертаза (от
англ, insert —
вставлять), который может присоединять
к дезоксирибозе основание в соответствии
с правилом комплементарности. В этом
случае нет необходимости разрезать
цепь ДНК, вырезать неправильный нуклеотид
и репарировать разрыв.

Дезаминирование

Реакции
дезаминирования цитозина и превращение
его в урацил , аденина в гипоксантин,
гуанина в ксантин происходят значительно
реже, чем депуринизация, и составляют
10 реакций на один геном в сутки.

Исправление
этого вида спонтанного повреждения
происходит в 5 этапов (рис. 4-24). В репарации
принимает участие ДНК-N-гликозилаза, гидролизующая
связи между аномальным основанием и
дезоксирибозой (первый этап), в результате
образуется АП-сайт, который распознаёт
фермент АП-эндонуклеаза (второй
этап). Как только в цепи ДНК возникает
разрыв, в работу вступает ещё один
фермент — АП-экзонуклеаза, который
отщепляет от цепи дезоксирибозу, лишённую
основания (третий этап). В цепи ДНК
появляется брешь размером в один
нуклеотид. Следующий фермент ДНК-полимераза
b
к З’-концу разорванной цепи присоединяет
нуклеотид по принципу комплементарности
(четвёртый этап). Чтобы соединить два
свободных конца (3′-конец встроенного
нуклеотида и 5′-конец основной цепи),
требуется ещё один фермент — ДНК-лигаза
(пятый этап).

Нерепарируемо
и поэтому опасно дезаминирование
метилированного цитозина. Продукт его
спонтанного дезаминирования — тимин,

Б.
Индуцируемые повреждения

Индуцируемые
повреждения возникают в ДНК в результате
воздействия разнообразных мутагенных
факторов как радиационной, так и
химической природы.

Образование
димеров пиримидиновых оснований

Под
действием УФО двойная связь между С₅ и
С₆ атомами
углерода в составе пиримидиновых
оснований (тимине и цитозине) может
разрываться. Атомы углерода остаются
связанными одной связью. Расстояние
между параллельными плоскостями
оснований полинуклеотидной цепи, в
которых произошёл разрыв., равно примерно
3,4 .
Это расстояние позволяет освободившимся
валентностям между С-С атомами
пиримидиновых оснований, расположенных
последовательно в цепи ДНК, сформировать
циклобутановое кольцо . В зависимости
от того, какие основания соединены в
димер, их называют димерами тимина,
цитозина или тимин-цитозиновыми димерами.

Удаление
пиримидиновых димеров происходит под
действием фотолиазы Фермент
расщепляет вновь образовавшиеся связи
между соседними пиримидиновыми
основаниями и восстанавливает нативную
структуру. В фотолиазе есть участок,
либо сам поглощающий фотоны (в синей
части спектра), либо связывающийся с
кофакторами, адсорбирующими свет. Таким
образом, свет активирует фотолиазу,
которая распознаёт димеры в облучённой
ДНК, присоединяется к ним и разрывает
возникшие между пиримидиновыми кольцами
связи. После этого фермент отделяется
от ДНК.

Повреждения
оснований ДНК химическими мутагенами

Азотистые
основания в ДНК могут подвергаться
разнообразным повреждениям: алкилированию,
окислению, восстановлению или связыванию
основания с формамидными группировками.
Репарация начинается с присоединения
ДНК-N-гликозилазы к повреждённому
основанию. Существует множество
ДНК-М-гликозилаз, специфичных к разным
модифицированным основаниям. Ферменты
гидролитически расщепляют N-гликозидную
связь между изменённым основанием и
дезоксирибозой, это приводит к образованию
АП-сайта в цепи ДНК (первый этап). Репарация
АП-сайта может происходить или только
при участии ДНК-инсертазы, которая
присоединяет к дезоксирибозе основание
в соответствии с правилом комплементарности,
или при участии всего комплекса ферментов,
участвующих в репарации: АП-эндонуклеазы,
АП-экзонуклеазы, ДНК-полимеразы β и
ДНК-лигазы.

В.
Дефекты репарационных систем и
наследственные болезни

Репарация
необходима для сохранения нативной
структуры генетического материала на
протяжении всей жизни организма. Снижение
активности ферментов репарационных
систем приводит к накоплению повреждений
(мутаций) в ДНК.

Причиной
многих наследственных болезней человека
выступает нарушение отдельных этапов
процесса репарации.

Пигментная
ксеродерма

У
больных в системе репарации снижена
активность ферментов, ответственных
за удаление неправильных оснований,
«застройку» бреши и другие функции.
Дефект репарационной системы проявляется
в сверхчувствительности к УФ-свету, что
приводит к появлению красных пятен на
коже, переходящих в незаживающие коросты
и нередко в рак кожи.

Трихотиодистрофия

Заболевание
связано с повышенной фоточувствительностью
ДНК, вызванной снижением активности
фермента, участвующего в удалении
димеров тимина. Симптомы заболевания:
ломкость волос вследствие нехватки
серы в белках волос и их луковиц; часто
умственная д физическая отсталость;
аномалии кожи и зубов.

Соседние файлы в предмете Биохимия

• #
• #
• #
• #
• #
• #
• #
• #
• #

  09.02.2016709.57 Кб64бх.pdf

• #
• #

Источники повреждения ДНК

ДНК постоянно подвергается воздействию физических, химических или биологических агентов, которые могут вызывать мутации и изменять генетическую информацию человека. Модификации ДНК могут быть вызваны эндогенными молекулами или механизмами клеточного метаболизма, ошибками в процессе репликации ДНК, некоторыми вирусными инфекциями и даже факторами окружающей среды, такими как ультрафиолетовый свет, химические агенты или ионизирующее излучение. Эти факторы мешают таким процессам, как транскрипция и репликация, и даже могут вызывать неконтролируемое деление клеток. 

Генетическая изменчивость также необходима для того, чтобы виды могли приспосабливаться к изменяющимся условиям; однако определенная генетическая информация имеет решающее значение, и ее модификация несовместима с выживанием организма.

Роль репарации

Чтобы максимально точно сохранить генетическую информацию, организм имеет сложные механизмы репарации ДНК. В большинстве случаев изменения ДНК не проявляются фенотипическими изменениями и не оказывают неблагоприятного воздействия на организм, но некоторые мутации могут стать фатальными, но их можно избежать как раз с помощью механизмов репарации, включающих сложные ферментативные системы, стремящиеся исправить мутации. 

Некоторые болезни человека, известные как синдромы нестабильности хромосом и некоторые виды рака связаны со сбоями в системах репарации ДНК.

Повреждения ДНК могут возникать спонтанно или могут быть вызваны воздействием мутагенных агентов. Дезаминирование, депуринизация и окислительное повреждение азотистых оснований — вот некоторые из повреждений, которые спонтанно возникают в ДНК. 

Типы репарации

Чтобы свести к минимуму повреждение генетического материала, в организме есть различные системы восстановления, которые активируются в зависимости от типа повреждения, нанесенного геному. 

Эти механизмы репарации можно разделить на четыре категории: прямая репарация, эксцизионная репарация, репарация несоответствия (ошибочное восстановление) и репарация двухцепочечных разрывов.

• Прямая репарация. 

Она включает в себя системы, которые непосредственно устраняют повреждение ДНК сразу после его возникновения. Этот тип восстановления не очень распространен, так как есть некоторые необратимые повреждения ДНК. Фотореактивация — это механизм, с помощью которого прокариотические организмы с помощью фермента фотолиазы распознают пиримидиновые димеры, продуцируемые УФ-светом. Этот фермент связывается с димером тимина и использует световую энергию для разрыва ковалентных связей между пиримидинами, заставляя их повторно дополняться антипараллельной цепью. Другим типом ферментов, участвующих в этой системе репарации, являются алкилтрансферазы, ферменты, которые удаляют алкильные группы гуанина и восстанавливают исходную структуру без необходимости изменения скелета ДНК.

• Эксцизионная репарация.

Базовая система эксцизионной репарации удаляет из генома поврежденные основания, образующиеся в результате алкилирования, ионизирующего излучения, окисления и дезаминирования. В эту систему вовлечены ферменты, называемые ДНК-гликозилазами, по меньшей мере восемь различных типов которых специфичны для каждого поражения. Восстановление осуществляется путем гидролиза гликозидной связи между азотистым основанием и сахаром, что приводит к удалению поврежденного основания. 

• Система восстановления несоответствия. 

Она основана на репарации несовпадающих оснований и коррекции петель, возникающих в цепи ДНК в результате проскальзывания полимеразы при репликации. Наиболее классическим примером этой системы репарации является система, используемая E. coli , в которой участвуют три белка: MutS, MutL и MutH. Белок MutS распознает несовпадающие основания и связывается с ними; MutL позволит сформироваться восстановительному комплексу и, в свою очередь, активирует MutH с эндонуклеазной активностью; Кроме того, это приведет к разрыву цепи, в которой расположено неправильно спаренное основание, а MutH обладает способностью различать цепь, которая должна быть восстановлена, с помощью явления гемиметилирования. 

• Репарация двухцепочечных разрывов. 

Это точная система восстановления, которая действует во время фазы S клеточного цикла. В процессе репликации эта система индуцируется необходимостью иметь правильную копию ДНК, которая служит шаблоном для восстановления утраченной информации в поврежденной цепи. 

• SOS-система.

Она реагирует на накопление одноцепочечной ДНК при блокировке процесса репликации. Он состоит из более чем 40 генов, которые активируются белком RecA ( рекомбинантный белок A ) у прокариот. 

УДК 577.123.8:577.1 13.4

Необъемные повреждения ДНК у человека: пути образования, репарации и репликации

A. B. Игнатов1,2, К. А. Бондаренко1, A. B. Макарова1*

‘Институт молекулярной генетики РАН, 123182, Москва, пл. Курчатова, 2

2Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова, биологический факультет,

кафедра молекулярной биологии, 119991, Москва, Ленинские горы, 1, стр. 12

*E-mail: amakarova-img@yandex.ru

Поступила в редакцию 10.09.2016

Принята к печати 29.05.2017

РЕФЕРАТ Повреждения ДНК являются одной из основных причин нарушений репликации, возникновения мутаций и клеточной гибели. Из ДНК повреждения удаляются с помощью нескольких типов репарационных процессов. Важным механизмом преодоления репликативного блока нерепарированных повреждений служит вовлечение в репликацию поврежденной ДНК специализированных ДНК-полимераз, которые эффективно включают нуклеотиды напротив поврежденных оснований, но характеризуются низкой точностью синтеза. В обзоре рассмотрены основные типы «необъемных» повреждений, встречающиеся в геномной ДНК человека, механизмы их образования, пути репарации, а также роль специализированных ДНК-полимераз в репликации поврежденной ДНК.

КЛЮЧЕВЫЕ СЛОВА повреждения ДНК, репарация, репликация поврежденной ДНК.

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ АП-сайты — апуриновые/апиримидиновые сайты; АФК — активные формы кислорода; ДНКП — ДНК-полимеразы; ИРН — инцизионная репарация нуклеотидов; ПВ — прямое восстановление; спецДНКП — специализированные ДНК-полимеразы; ЭРН — эксцизионная репарация нуклеотидов; ЭРО — эксцизионная репарация оснований; 5′-дРФ — 5′-2-дезоксирибозо-5-фосфат; FapyA — 4,6-диамино-5-формамидопиримидин; FapyG — 2,6-диамино-4-гидрокси-5-формамидопиримидин; 5,6-DHU — 5,6-дигидроурацил; 5-oh-U — 5-гидроксиурацил; 8-oxo-G — 7,8-дигидро-8-оксогуанин; 5-oh-C — 5-гидроксицитозин; Nl-те-А — Nl-метиладенин; NS-те-А — NS-метиладенин; N5-me-C — 5-ме-тилцитозин; N7-me-G — N7-метилгуанин; О^те-G — 06-метилгуанин; SAM — S-аденозилметионин; N2-et-G — №-этилгуанин; TG — тимидин гликоль; еА — №-этеноаденин; 1,2-eG — 1,№-этеногуанин; 2,3-eG -№,3-этеногуанин; еС — 3,№-этеноцитозин.

ВВЕДЕНИЕ

В ДНК живых организмов ежедневно появляется множество повреждений, которые образуются спонтанно и в результате воздействия разнообразных химических и физических факторов: свободных радикалов, ультрафиолетового и ионизирующего излучения, клеточных метаболитов и химических канцерогенов. Кроме того, повреждения могут образоваться в ходе физиологических клеточных реакций (интермедиаты при репарации ДНК, гипермутагенезе генов иммуноглобулинов и др.).

В результате воздействия химических канцерогенов (таких, как акролеин, цисплатин, бензо[а]пирен, ароматические амины и нитрозамины) и ультрафиолетового излучения в ДНК образуются преимущественно объемные аддукты, внутринитевые и меж-нитевые сшивки, которые существенно нарушают

геометрию сахарофосфатного остова ДНК [1]. Эти повреждения удаляются из геномной ДНК главным образом путем эксцизионной репарации нуклеотидов (ЭРН, Nucleotide Excision Repair, NER) [2, 3]. Нерепарированные объемные повреждения в значительной степени ингибируют работу высокоточных ДНК-полимераз (ДНКП), которые специализируются на копировании геномной ДНК и руководствуются строгим геометрическим соответствием при включении нуклеотидов [4-6]. Накопление подобных повреждений в делящихся клетках ведет к остановке репликации, аберрациям хромосом и гибели клеток.

Спонтанные повреждения и повреждения, образованные в ходе обменных клеточных процессов или в результате атаки свободных радикалов, представляют собой, главным образом, «необъемные» повреждения. К основным группам «необъемных»

повреждений ДНК относятся: апуриновые-апири-мидиновые сайты (АП-сайты), окисленные и некоторые алкилированные производные нуклеотидов, а также повреждения, вызванные дезаминированием азотистых оснований. Главным механизмом удаления таких повреждений является эксцизионная репарация оснований (ЭРО, Base Excision Repair, BER). Подробно механизмы ЭРО рассмотрены в нескольких последних обзорах [7-9]. «Необъемные» повреждения в меньшей степени влияют на структуру ДНК, но они тоже нарушают работу ферментов синтеза ДНК, вызывая ошибки копирования генетической информации и блоки репликации.

В настоящем обзоре мы систематизируем основные пути образования, репарации и репликации «необъемных» повреждений ДНК и рассматриваем роль специализированных ДНКП человека (спецДНКП), обеспечивающих эффективный, но часто высокоошибочный синтез поврежденной ДНК.

ПУТИ ОБРАЗОВАНИЯ И ТИПЫ ПОВРЕЖДЕНИЙ ДНК

Апуриновые и апиримидиновые сайты

Важнейшую роль в механизмах мутагенеза, вызванных повреждениями геномной ДНК, играют апурино-вые и апиримидиновые сайты (АП-сайты), которые являются самыми частыми повреждениями ДНК. За день в клетке млекопитающих в среднем появляется 9000-14000 АП-сайтов [10, 11]. Большинство АП-сайтов образуется в результате спонтанного гидролиза N-гликозидной связи дезоксирибонуклео-тидов, который идет с достаточно высокой скоростью при физиологических условиях [12]. При этом скорость отщепления пуриновых азотистых оснований (апуринизация) превышает темпы гидролиза пири-мидиновых более чем в 10 раз [11]. Разрыв гликозид-ной связи происходит и в процессе ЭРО в результате работы ДНК-гликозилаз [13]. Наконец, образование АП-сайтов является важным этапом гипермутагенеза генов иммуноглобулинов у млекопитающих [14, 15].

АП-сайты обладают одновременно высокими мутагенными и цитотоксическими свойствами. Из-за невозможности образования канонических водородных связей с АП-сайтами многие ДНКП останавливаются или включают dAMP напротив повреждения (таблица) [16-19]. Включение dAMP напротив АП-сайта энергетически наиболее выгодно [20]. В отстающей цепи АП-сайты подавляют активность ДНКП Pol б по замещению цепи (strand displacement synthesis) в репликативном синтезе, нарушая созревание фрагментов Оказаки [21]. Нерепарированные АП-сайты приводят к остановке транскрипции, являясь причиной высокой частоты мутагенеза

у Saccharomyces cerevisiae [22]. У человека АП-сайты в ДНК преимущественно распознаются и расщепляются ферментом АП-эндонуклеазой АРЕ1 с образованием одноцепочечных разрывов [23, 24]. Важно отметить, что недавно выявили роль многих других белков в альтернативных путях АРЕ1-независимой репарации АП-сайтов: субъединиц белка Ки, входящего в состав ДНК-зависимой протеинкиназы (DNA-PK) [25-27], тирозил-ДНК-фосфодиэстеразы I (TDP1) [28, 29] и поли(АDP-рибозо)полимеразы PARP1 [30]. Альтернативные пути удаления АП-сайтов могут служить резервными механизмами репарации повреждения. Подробно функции белков Ки и TDP1 в репарации АП-сайтов рассмотрены в обзорах [31, 32].

Окисленные производные азотистых оснований

В результате воздействия активных форм кислорода (АФК), которые образуются под влиянием ионизирующего излучения или в результате физиологических обменных процессов, в клетках происходит окисление азотистых оснований. Митохондриальная ДНК подвергается атаке АФК в гораздо большей степени, чем ядерная [33]. Разные АФК отличаются реакционной способностью. Супероксидный радикал (О2) и пероксид водорода (Н202) обладают слабой реакционной способностью, тогда как гидроксиль-ный радикал (ОН •) очень активен и повреждает все четыре основания ДНК; синглетный кислород (1О2) атакует преимущественно остатки гуанина [34-36]. Под влиянием окислительного стресса образуется не менее ста разных типов повреждений [34]. К наиболее распространенным и биологически значимым окисленным производным азотистых оснований относятся: 7,8-дигидро-8-оксогуанин (8-охо^), ти-мидингликоль (TG), 5-гидроксицитозин (5-о^С), 2,6-диамино-4-гидрокси-5-формамидопиримидин (FapyG) и 4,6-диамино-5-формамидопиримидин ^аруА) (рис. 1). К появлению формамидопирими-диновых повреждений приводит раскрытие имида-зольного кольца в результате атаки АФК [35, 37-39].

8-охо^ и TG относятся к одним из самых частых повреждений ДНК, вызываемых АФК. За сутки в клетке человека образуется в среднем 1000-2000 8-охо^ и до 2000 ТG [35]. 8-охо^ относится к высокомутагенным повреждениям. Большинство ДНКП напротив 8-охо^ включают dАMP за счет образования хугстиновских водородных связей, что приводит к образованию трансверсий GC-TA (таблица) [40-42]. TG является не мутагенным, но высокотоксичным повреждением, блокирующим работу ферментов репликации (таблица) [43, 44]. Механизмы снижения мутагенного потенциала окисленных производных нуклеотидов в клетке сложны и включают

альтернативные варианты удаления и коррекции поврежденных нуклеотидов.

Повреждения, вызванные дезаминированием азотистых оснований

Потеря аминогруппы азотистыми основаниями происходит в клетке спонтанно [45, 46] и при окислительном дезаминировании под действием активных форм азота (например, образующихся при воспалении) [47-49], а также ферментативным путем. Дезаминирование остатков цитозина цитидиндеза-миназами и последующее удаление урацила с образованием АП-сайтов играют ключевую роль в мутагенезе при созревании вариабельных областей генов иммуноглобулинов в В-лимфоцитах млекопитающих [14, 15].

Одноцепочечная ДНК (например, реплицируе-мая или активно транскрибируемая) подвергается дезаминированию значительно чаще (более чем в 100 раз) по сравнению с двухцепочечной ДНК [50,

51]. Пиримидиновые основания более подвержены спонтанному дезаминированию, чем пуриновые [51,

52], однако пуриновые основания чаще подвергаются окислительному дезаминированию [53]. Наиболее часто в клетке происходит дезаминирование цитозина с образованием урацила (рис. 1). В среднем в клетке млекопитающих в день происходит дезаминиро-вание 100-500 остатков цитозина с образованием урацила [45, 51, 54]. При дезаминировании цитозина и одновременном воздействии свободных радикалов или ионизирующей радиации могут образовываться производные урацила — 5-гидроксиурацил (5-oh-U) и 5,6-дигидроурацил (5,6-DHU) (рис. 1) [55, 56].

В геномной ДНК встречаются также продукты дезаминирования аденина (гипоксантин) и гуанина (ксантин и оксанин) (рис. 1). Частота появления ги-поксантина и ксантина составляет 1-7 на каждые 106 нуклеотидов [57-59]. Дезаминированные азотистые основания в составе ДНК не приводят к остановке работы эукариотических ДНКП, но обладают высоким мутагенным потенциалом, генерируя точко-вые мутации. ДНКП эукариот включают напротив урацила dAMP, что приводит к транзициям GC-AT при последующих раундах репликации (таблица) [60]. Напротив гипоксантина ДНКП преимущественно включают dCMP, что приводит к транзиции AT-GC [61-63]. Ксантин и оксанин могут образовывать связи с тимином, вызывая транзиции GC-AT при репликации [64].

Большой вклад в мутагенез ДНК вносит и дезаминирование 5-метилцитозина (5-me-C), в результате которого образуется тимин, что вызывает прямые транзиции GC-AT [45]. Несмотря на то, что только 3% цитозинов геномной ДНК человека метилирова-

ны, «CpG-островки», которые выполняют функцию подавления экспрессии генов, в 70-80% случаев содержат 5-me-C и являются горячими точками мутагенеза в делящихся клетках млекопитающих [65, 66].

Повреждения, вызванные дезаминированием азотистых оснований, преимущественно репарируются по пути ЭРО.

Алкилированные производные азотистых оснований

В индукции образования «необъемных» алкилиро-ванных азотистых оснований большую роль играют экзогенные химические алкилирующие агенты, которые представляют собой электрофильные соединения со сродством к нуклеофильным центрам органических молекул и включают широкий спектр веществ. Например, экзогенные алкилиру-ющие агенты присутствуют в пищевых продуктах в виде нитрозаминов (N-нитрозодиметиламин и N-нитрозодиэтиламин, которые образуются при взаимодействии аминов и нитритов во время копчения и интенсивной термической обработки) [67, 68] и в окружающей среде в виде галогеналка-нов (винилхлорид, используемый в качестве сырья в производстве пластмасс, сельскохозяйственный фумигант бромметан, хладагент хлорметан) [69-71]. Некоторые алкилирующие соединения широко используются в химиотерапии (циклофосфамид, мел-фалан, бусульфан, темозоломид) [72, 73]. По механизму нуклеофильного замещения алкилирующие агенты можно разделить на соединения S^-типа (мономолекулярное замещение с образованием интермедиата: азотистый иприт, N-нитрозо-^ метилмочевина) и S^-типа (одностадийное бимолекулярное замещение: метилметансульфонат, диме-тилсульфат, бусульфан) [74, 75].

Во всех четырех азотистых основаниях обнаружено множество потенциальных сайтов для реакций алкилирования (N1, N3, N6, N7 в аденине, N1, N2, N3, N7, O6 в гуанине, N3, N4, O2 в цитозине, N3, O2 и O4 в тимине), но все они имеют разную реакционную способность. Распространенными и биологически значимыми являются такие алкилированные производные азотистых оснований, как: ^-метиладенин ^3-те^), 06-метилгуанин (Ое-те^), 1-метила-денин (^-те-A), ^-метилгуанин (N7-me-G), N2-этилгуанин (N2-et-G) (рис. 1) [74-77]. Наиболее распространены такие продукты N-метилирования, как ^-те-G и ^-те-А. N7-me-G может составлять до 70-80% метилированных повреждений в ДНК.

Алкилирование азотистых оснований происходит также под влиянием эндогенных генотоксиче-ских агентов. S-аденозилметионин (SAM) является слабым алкилирующим агентом и выступает в ка-

честве донора метильной группы в реакциях трансметилирования в клетках. За сутки под влиянием SAM в клетке млекопитающих образуется, предположительно, около 4000 7-me-G, 600 3-me-A и 10-30 остатков O6-me-G [78, 79].

Накопление N3-mе-А является цитотоксичным, поскольку N3-me-A блокирует работу ДНКП, нарушая контакты между активным центром ДНКП и атомом N3 аденина в малой бороздке ДНК (таблица) [80-82]. Изучение влияния N7-me-G на работу ДНКП затруднено из-за высокой нестабильности поврежденного основания. Метилированные остатки гуанина не ингибируют работу ДНКП I Escherichia coli (Pol I) [83]. Однако с использованием химически стабильного аналога N7-me-G недавно показали, что Pol в человека включает нуклеотиды напротив повреждения с низкой эффективностью и точностью (таблица) [84]. N7-me-G подвергается спонтанной депуринизации с образованием цитотоксичных АП-сайтов [75]. Кроме того, N7-me-G с открытым имидазольным кольцом (me-Fapy-G) ингибирует репликацию [85, 86]. O6-те-G образуется преимущественно в результате воздействия на ДНК химических агентов S^-типа [78]. Это повреждение обладает мутагенными и канцерогенными свойствами, образуя связи с тимином и вы-

зывая транзиции GC-AT при репликации [87-89]. O6-me-G может также блокировать работу некоторых ДНКП (таблица) [90, 91]. Важную роль в репарации «необъемных» алкилированных производных азотистых оснований играет не только ЭРО, но и прямое восстановление структуры оснований с помощью ал-килтрансфераз и диоксигеназ [92].

К относительно необъемным повреждениям, репарация которых также обеспечивается ферментами, участвующими в репарации алкилированных азотистых оснований, можно отнести и экзоциклические повреждения азотистых оснований с этеновым кольцом: 1,№-этеноаденин (еА), 1,№-этеногуанин (1,2-eG), №,3-этеногуанин (2,3-eG) и 3,№-этеноцитозин (еС) (рис. 1). Их появление вызывают альдегиды, образующиеся при перекисном окислении липидов под действием свободных радикалов кислорода и азота [93, 94], а также некоторые промышленные генотоксиче-ские соединения (например, винилхлорид и уретан) [95]. Экзоциклические повреждения ДНК обладают высокими мутагенными и генотоксическими свойствами in vitro и in vivo [96-99]. 1,№-этено-группа нарушает уотсон-криковские взаимодействия и блокирует работу большинства ДНКП, включая некоторые спецДНКП (таблица) [17, 100, 101].

Он

0-PNA R

АП-сайт Урацил

Гипоксантин

8-oxo-G

TG

/-y^í ®) »

I I

© нэ

г

FapyG

И^Дч/

N1-me-A

N3-me-A N7-me-A

N7-me-G

1,2-eG

2,3-eG

Рис. 1. Распространенные «необъемные» повреждения ДНК

РЕПАРАЦИЯ НЕОБЪЕМНЫХ ПОВРЕЖДЕНИЙ ДНК

Эксцизионная репарация оснований (ЭРО)

Основным механизмом удаления необъемных повреждений ДНК является ЭРО (рис. 2 и 3). Существует два основных пути ЭРО: «короткоза-платочный» (short-path) и «длиннозаплаточный» (long-path). В ходе «короткозаплаточного» пути происходит замещение только одного поврежденного ну-клеотида, тогда как при «длиннозаплаточном» удаляются 2-8 нуклеотидов [102].

Классический путь ЭРО состоит из следующих основных этапов: 1) удаление поврежденного азотистого основания: узнавание повреждения и расщепление N-гликозидной связи с помощью специфической монофункциональной ДНК-гликозилазы с образованием АП-сайта; 2) гидролиз фосфодиэфирной связи у 5′-конца АП-сайта с образованием 3′-OH и 5′-2-дезоксирибозо-5-фосфата (5′-дРФ) с помощью АП-эндонуклеазы; 3) удаление 5′-дРФ и заполнение бреши с помощью спецДНКП; 4) лигирование с помощью ДНК-лигазы (рис. 3) [7-9, 102].

ЭРО инициируется ДНК-гликозилазой. ДНК-гликозилазы, обладающие только гликозилазной активностью, называются монофункциональными (например, урацил-ДНК-гликозилаза UNG, N-метилпурин-ДНК-гликозилаза MPG, NEIL3) [103-105]. В этом случае АП-сайт расщепляет АП-эндонуклеаза APE1 [23, 106]. Однако ряд ДНК-гликозилаз обладают одновременно ДНК-гликозилазной и АП-лиазной активностями: OGG1 (слабая АП-лиазная активность), NEIL1, NEIL2 и NTH1. Такие ДНК-гликозилазы называются бифункциональными, они не только удаляют поврежденное основание, но и гидролизируют цепи ДНК с 3′-конца АП-сайта с образованием 3′-a,ß-ненасыщенной альдегидной группы (3′-а ,ß-4-гидроксипентен-2-аль) (NTH1 и OGG1) или 3′-фос-фата (NEIL1 и NEIL2) [103-105]. В удалении 3′-альдегидной группы и 3′-P участвуют APE1 (3′-фосфодиэстеразная активность) и полинуклео-тидкиназа/фосфатаза PNKP (3′-фосфатазная активность) соответственно [107-109].

В большинстве случаев повреждения удаляются в ходе «короткозаплаточного» пути ЭРО. Важную роль в регуляции работы ферментов при этом играет белок XRCC1 (белок, входящий в группу комплементации, которая обуславливает чувствительность клеток к рентгеновскому излучению), выполняющий структурную и координирующую функции [110, 111]. Однако в ряде случаев ЭРО идет по «длиннозапла-точному» пути, в котором функцию координации работы ферментов играют белок скользящего зажима PCNA (ядерный антиген пролиферирующих клеток)

и белок-«погрузчик» RFC (фактор репликации C) [112]. Механизмы выбора пути ЭРО до конца не ясны. Предположительно, «длиннозаплаточный» путь может быть выбран в S-фазе в активно делящихся клетках [113] или когда удаление 5′-дРФ затруднено (например, в случае аналогов АП-сайта).

Основной ДНКП, которая осуществляет репара-тивный синтез ДНК при ЭРО у млекопитающих, является Pol ß X-семейства. Pol ß обладает одновременно 5′-дРФ-лиазной активностью и способна не только эффективно застраивать брешь, но и удалять 5′-дРФ, образованный после расщепления АП-сайта APE1 [114]. Три другие ДНКП, Pol I X-семейства, Pol i Y-семейства и Pol 9 A-семейства, также обладают 5′-дРФ-лиазной активностью и, предположительно, могут участвовать в ЭРО некоторых повреждений ДНК или при снижении активности Pol ß [115-118]. В «длиннозаплаточном» пути ЭРО могут принимать участие также высокоточные репликативные Pol б и Pol е [119]. Pol ß, Pol б или Pol е ведут синтез с замещением цепи ДНК (strand displacement synthesis), содержащей повреждение. В результате образуется флэп-структура из трех цепей ДНК, одна из которых имеет «свисающий» одноцепочечный 5′-участок, который отщепляет «флэп»-эндонуклеаза FEN1 [120]. Сшивание цепей ДНК при «короткозаплаточном» пути осуществляет ДНК-лигаза III (LIG3a), [121], а при «длиннозаплаточном» — ДНК-лигаза I (LIG1) [122].

Существует более 10 разных ДНК-гликозилаз человека, которые специализируются на узнавании разных типов повреждений ДНК [103, 104]. Во многих случаях одно повреждение могут распознавать несколько ДНК-гликозилаз.

Удаление остатков урацила происходит преимущественно в результате ЭРО с помощью монофункциональных урацил-ДНК-гликозилаз с образованием АП-сайтов. У млекопитающих обнаружено пять урацил-ДНК-гликозилаз, что подчеркивает особенную роль дезаминирования цитозина в мутагенезе и цитотоксичности. У человека известны два варианта урацил-ДНК-гликозилазы, кодируемых геном UNG: UNG1 и UNG2. Изоформы образуются в результате альтернативного сплайсинга и считывания транс-криптов с альтернативных промоторов. В репарации повреждений U:A ядерной ДНК участвует UNG2, тогда как UNG1 осуществляет репарацию остатков урацила в митохондриальной ДНК [123-125].

SMUG1 (одноцепочечная селективная монофункциональная урацил-ДНК-гликозилаза), предположительно, является резервной урацил-ДНК-гликозилазой, участвующей также в удалении 5-гидроксиметилурацила и окисленных пиримиди-нов [126, 127]. UNG1 и UNG2 удаляют остатки ураци-ла из одноцепочечной и двухцепочечной ДНК, тогда

как SMUG1 обладает высокой активностью на одно-цепочечной ДНК [128]. «Мисматч»-специфичные тимин-ДНК-гликозилаза (TDG) и метил-CpG-связывающий белок 4 (MBD4) участвуют в репарации U и Т, спаренных с G, в том числе при репарации дезаминированных N5-me-C CpG-островков, участвуя в деметилировании ДНК и эпигенетической регуляции работы генов [129-132].

Репарацию окисленных производных азотистых оснований осуществляют преимущественно бифункциональные ДНК-гликозилазы. Основной ДНК-гликозилазой, обеспечивающей репарацию 8-oxo-G в ходе ЭРО, является OGG1 [133, 134]. Существует несколько изоформ OGG1, образующихся в результате альтернативного сплайсинга. Изоформа 1а обнаруживается преимущественно в ядре, тогда как изоформа 2а — в митохондриях [135, 136]. Другая ДНК-гликозилаза, NEIL1, также участвует в репарации 8-oxo-G, хотя и обладает менее выраженной активностью [137, 138].

В репарации различных окисленных производных пиримидиновых нуклеотидов участвуют ДНК-гликозилазы NTH1 и NEIL1 [138-143]. NEIL2 участвует в репарации окисленных продуктов цито-зина (5,6-DHU, 5-oh-U, 5-oh-C) [144]. NEIL3 может распознавать и удалять разные окисленные производные азотистых оснований, включая TG и Fapy-пуриновые повреждения, но функции фермента еще мало изучены [145, 146]. OGG1 и NTH1 удаляют повреждения в двухцепочечной ДНК, тогда как NEIL1, NEIL2 и NEIL3 эффективно работают на одноцепо-чечных ДНК-матрицах, предположительно, участвуя в репарации окисленных азотистых оснований в ходе репликации и транскрипции [147-150].

В репарации алкилированных пуриновых азотистых оснований в ходе ЭРО участвует N-метилпурин-ДНК-гликозилаза MPG (также известная как N-алкиладенин-ДНК-гликозилаза и 3-метиладенин-ДНК-гликозилаза AAG, MAG). MPG обладает очень широкой субстратной специфичностью, участвуя в распознавании и удалении N3-me-A, N7-me-G, N1-me-T, еА, 1,2-eG [151-155]. Кроме алкилированных азотистых оснований, MPG участвует в репарации повреждений, вызванных дезаминированием пуриновых азотистых оснований (гипоксантина, ксантина, оксанина) [152, 153, 156, 157]. Особенности структуры активных центров ДНК-гликозилаз, влияющие на распознавание разных типов повреждений, рассмотрены в обзоре [104].

ЭРО в коррекции нуклеотидов, спаренных с поврежденными основаниями ДНК

Интересны механизмы предотвращения возникновения мутаций и коррекции повреждений с помощью

«мисматч»-специфичных ДНК-гликозилаз, участвующих в удалении неповрежденных азотистых оснований, спаренных с поврежденными нуклеоти-дами. Например, MUTYH аденингликозилаза узнает аденин в паре с 8-oxo-G [158, 159]. Удаление dAMP и его замена на комплементарный dCMP предотвращает трансверсии при последующих раундах репликации. Процесс коррекции пары A:8-oxo-G реконструирован in vitro с помощью MUTYH, APE1, Pol к и ДНК-лигазы I в присутствии PCNA, RPA и FEN1 [159]. В сходном механизме удаления тимина, некомплементарно спаренного с цитозиновыми и гуанино-выми основаниями, содержащими экзоциклические повреждения с этеновым кольцом, участвует ДНК-гликозилаза TDG [160].

Инцизионная репарация нуклеотидов (ИРН)

Альтернативным путем удаления повреждений с участием АП-эндонуклеаз является инцизионная репарация нуклеотидов (ИРН, Nucleotide Incision Repair, NIR) (рис. 2) [161, 162]. В этом процессе удаление поврежденного нуклеотида происходит без участия ДНК-гликозилаз и без образования потенциально мутагенных промежуточных продуктов — АП-сайтов. APE1 разрезает ДНК с 5′-конца поврежденного нуклеотида, оставляя неповрежденный З’-конец свободным для ДНКП. Оставшийся поврежденный нуклеотид может затем удаляться «флэп»-эндонуклеазой FEN1. In vitro Pol ß и LIG1 застраивают брешь и зашивают цепь ДНК [163]. Первоначально, роль ИРН была продемонстрирована для окисленных нуклеотидов ДНК. APE1 может распознавать и участвовать в удалении TG, 5,6-ди-гидропиримидинов и 5-гидроксипиримидинов [161, 164]. Недавно было показано, что ИРН может быть альтернативным путем репарации и других «необъемных» повреждений: урацила [165], еА и еС [164].

Прямое восстановление структуры ДНК (ПВ)

В удалении ряда «необъемных» повреждений также участвуют ферменты, способные непосредственно восстанавливать структуру азотистых оснований (рис. 2). К таким ферментам относятся диоксигеназы (окислительные деметилазы) семейства AlkB и алкил-трансферазы, участвующие в репарации алкилиро-ванных азотистых оснований ДНК [166]. Диоксигеназы осуществляют окислительное деметилирование поврежденных азотистых оснований, используя катализируемый Fe(II) механизм окисления алкильных групп молекулярным кислородом [167]. У человека обнаружено восемь гомологов AlkB E. coli (ALKBH1-8). Диоксигеназы ALKBH2 и ALKBH3 играют ключевую роль в деметилировании N1-me-A, N3-me-C, еА, ал-килированных оснований тимина [168-170].

АП-сайт дезамини- окисление алкилиро- экзоцикл с этеновым

рование вание кольцом

репликация поврежденной ДНК

Рис. 2. Основные пути репарации «необъемных» повреждений ДНК у человека

06-алкилгуанин-ДНК-трансфераза человека (AGT или MGMT) участвует в репарации O6-me-G и O4-me-T, а также распознает и удаляет целый ряд относительно объемных алкильных групп O6-модифицированных азотистых оснований [171-173]. AGT необратимо связывает метильные группы, используя тиольную группу цистеина в качестве акцептора (S^-механизм реакции) [174, 175].

РЕПЛИКАЦИЯ ПОВРЕЖДЕННЫХ УЧАСТКОВ ДНК СПЕЦИАЛИЗИРОВАННЫМИ ДНК-ПОЛИМЕРАЗАМИ

Далеко не все повреждения могут быть быстро удалены из генома ферментами репарации. Большое количество нерепарированных повреждений нарушают работу высокоточных репликативных ДНКП Pol а, Pol б и Pol е (таблица), блокируют репликацию, что приводит к остановке клеточного цикла, хромосомной нестабильности или гибели клеток. Важнейшим механизмом преодоления репликатив-

I I I I I I I I I ITI I I I I I NIM

повреждение

О

APE1

I I I М I Ii /Г1 I I II I I М I

Pol ß Pol б Pol е

/

3′-OH 5′-дРФ / мм ITTTT

iНе можете найти то, что вам нужно? Попробуйте сервис подбора литературы.

PCNA

М I I I 1 I I

I I I I I I I

3′-OH 5′-P

/

М I I I [ I I 1

м М М М М М I 1 м м м м

МММ

5′-дРФ-«флэп» 3′-OH

I Ii М I М 1 I I М I I I I I П I I

Щ ДНК

сз

о

гликозилаза

XRCC1

LIG I LIG III

«короткозаплаточный» путь ЭРО

«длиннозаплаточный» путь ЭРО

FEN1

Рис. 3. «Короткозаплаточный» и «длиннозаплаточный» пути ЭРО у человека

ного блока служит вовлечение в репликацию поврежденной ДНК спецДНКП, которые относятся к разным семействам и специализируются на репликации разных повреждений (рис. 2 и 4, таблица). В клетках человека ключевую роль в репликации через «необъемные» повреждения ДНК играют Pol i, Pol n, Pol к, Rev1 Y-семейства и Pol Z B-семейства [176-179]. Для эффективной работы спецДНКП объединяются в мультисубъединичные комплексы (мутасомы, или транслесомы), состоящие из ДНКП и белков, выполняющих структурные и регулятор-ные функции и участвующих в координации работы комплекса (рис. 4). СпецДНКП обладают активным центром, нетребовательным к структуре матрицы, и эффективно включают нуклеотиды напротив повреждений. В то же время вследствие «толерантности» активного центра, использования неканонических водородных связей при включении нуклеотидов и отсутствия 3′-5′-корректирующей активности эти ферменты характеризуются низкой точностью синтеза ДНК и сами служат источником мутаций в организме [180].

Роль Pol i, Pol п и Pol к в репликации поврежденной ДНК

ДНКП Y-семейства Pol i, Pol n и Pol к — это одно-субъединичные ферменты, обладающие очень низкой точностью синтеза (10-1-10-4) и низкой про-цессивностью [181-186]. Pol n и Pol i являются ДНКП-«инсертерами» (ДНКП-«инсертер» — ДНКП, которая ограничивается включением только одного или нескольких нуклеотидов напротив поврежденного участка). Основная функция Pol n в клетке состоит в эффективной и точной репликации через фотопродукты (тимин-тиминовые циклобутановые димеры) и защите клеток от ультрафиолетового излучения [187, 188]. Тем не менее, Pol n эффективно включает нуклеотиды напротив некоторых других «необъемных» повреждений (таблица) [82, 89, 187, 189-196]. Например, Pol n с высокой эффективностью осуществляет синтез напротив АП-сайтов, включая dAMP и dTMP [189, 196], а также окисленных азотистых оснований, преимущественно включая корректные нуклеотиды напротив 8-oxo-G и TG, [192, 193, 195], играя важную роль в защите клеток от наиболее распространенных цитотоксичных и мутагенных повреждений.

Pol i эффективно включает нуклеотиды c разной точностью напротив целого ряда «необъемных» повреждений ДНК: АП-сайтов [189, 196-199], урацила и его производных [200], 8-oxo-G [201], N3-me-A [190, 202], O6-me-G [203], 1,2-eG [204], еА [205, 206] (таблица). Во многих случаях важную роль в эффективном синтезе через повреждения играет способность Pol i

к образованию неканонических водородных связей при спаривании нуклеотидов. Например, Pol i использует хугстиновские взаимодействия при включении нуклеотидов напротив еА, этеновое кольцо которого делает невозможным образование уотсон-криковских водородных связей [206]. Использование хугстиновских взаимодействий Pol i показано и при включении dNMP напротив O6-me-G, метиль-ная группа которого экспонирована в большую бороздку ДНК [203].

Необычной особенностью Pol i является преимущественное включение dGMP напротив тимина, урацила и производных урацила в матричной ДНК [184, 185, 200, 207]. Это свойство может играть важную роль в снижении мутагенного потенциала де-заминированных остатков цитозина и 5-me-C [200]. Включение dGMP напротив Т матричной ДНК стабилизируется уникальной водородной связью, которая образуется непосредственно между №-атомом dGTP и Gln59 в активном центре Pol i [208]. С достаточно высокой эффективностью Pol i включает ну-клеотиды напротив АП-сайтов, являясь также одной из немногих ДНКП, которая включает напротив этого повреждения преимущественно не dAMP, а dGMP или dTMP [189, 196, 198, 199].

Основной функцией Pol к в клетке считается синтез через гуаниновые дезоксирибонуклеотиды, содержащие химические группы в положении N2, образующиеся под действием канцерогенов. К ним относятся как крупные повреждения [209-211], так и относительно «необъемные»: 1,2-eG и 2,3-eG (таблица) [96, 212]. Pol к также с высокой эффективностью и точностью осуществляет репликацию матричной ДНК с TG [213].

Поскольку Pol n и Pol i не всегда могут осуществить удлинение праймера после включения ну-клеотида напротив поврежденного основания, дальнейший синтез после поврежденных участков, в том числе от некомплементарных концов праймеров, обеспечивает ДНКП-«экстендер» (ДНКП-«экстендер» -ДНКП, которая продолжает синтез после повреждения). В отличие от Pol n и Pol i, Pol к с достаточно высокой эффективностью продолжает синтез от некомплементарных концов праймеров [214, 215] и, предположительно, в ряде случаев может выполнять функцию ДНКП-«экстендера», в том числе способствуя закреплению мутаций. Однако ключевая роль в продолжении репликации после поврежденных участков принадлежит ДНКП В-семейства Pol Z [197, 216].

Роль Pol Z и Rev1 в репликации поврежденной ДНК

Pol Z состоит из четырех субъединиц: каталитической Rev3 и регуляторных Rev7, p50 и p66 [217-219].

Эффективность и точность репликации «необъемных» повреждений ДНКП человека

Повреждение ДНКП Эффективность репликации Преимущественное включение нуклеотидов

Репликативные ДНКП

Pol а + [18, 189] dAMP [18] dAMP — dTMP [189]

Pol б + [17]; +++ [189] (Pol б/PCNA); подавляет активность по замещению цепи [21] dAMP [189]

Pol е — [16]

спецДНКП

АП-сайт Pol n +++ [189, 191] ++++ [194, 196] dAMP [191, 192, 196] dAMP « dTMP [189] dAMP « dGMP [194]

Pol i ++ [189, 197, 199] ++++ [196] и в кооперации с ScPol Z [197] dТMP [189, 196] dGMP [197, 198, 199]

Pol к + [189, 196] dCMP > dAMP [189] dАMP [196]

PrimPol — [233, 237, 242]; + [238]; ++++ [234] dAMP « делеции [238] делеции [234]

Репликативные ДНКП

Pol б ++++ [60] (ScPol б) dAMP [60] (ScPol б)

Pol e ++++ [60] (ScPol б) dAMP [60] (ScPol б)

U спецДНКП

Pol i ++++ [200] (U, 5-oh-U и 5,6-DHU) dGMP напротив U, 5-oh-U и 5,6-DHU [200]

Дезамини- Pol к

PrimPol ++++ [237] dAMP [237]

Репликативные ДНКП

Pol а +++ [62] dCMP [62]

гипоксан-тин спецДНКП

Pol n ++++ [62] dCMP [62]

Pol к ++++ [62] dCMP [62]

Репликативные ДНКП

Pol а + [40] dAMP [40]

Pol б + [17, 40] dAMP [40]

спецДНКП

8-oxo-G Pol n ++++ [195, 201] и [193] in vivo +++ [42] dCMP [195] dAMP « dCMP [42] dAMP [201]

Pol i + [198]; ++ [201]; ++++ [200] dCMP [199-201]

Окисление Pol к +++ [201] dAMP [201]

PrimPol ++++ dCMP [236, 240]

Репликативные ДНКП

Pol а — [44, 192] dAMP [192]

спецДНКП

TG Pol n +++ [192] dAMP [192]

Pol i

Pol к ++++ [213] ++++ в кооперации с Pol Z in vivo [222] dAMP [213, 222]

PrimPol — [233]

Эффективность репликации: — ингибирование; +— низкая;

++— включает нуклеотиды напротив повреждения, но продолжение репликации затруднено; +++— умеренная; ++++— высокая.

Репликативные ДНКП

Pol а — [82] dAMP [82]

Pol б — [82]

N3-me-A спецДНКП

Pol п ++++ [82] dTMP — dAMP [82]

Pol i + [82, 202] dTMP — dAMP [82]

Pol к +++ [82, 202] dTMP [82]

Репликативные ДНКП

Pol а +++ [90, 91]

Pol б +++ [17]; ++++ [87] dCMP — dTMP [87]

Алкили-рование O6-me-G спецДНКП

Pol п + [90]; ++++ [87, 89] dCMP — dTMP [87, 89]

Pol i + + [87, 203] dTMP [87, 203]

Pol к +++[87] dCMP — dTMP [87]

Репликативные ДНКП

Pol б — [17, 100]

спецДНКП

еА Pol п +++ [100] dTMP [100]

Pol i ++ [205, 206]; ++++ в кооперации с дрожжевой Pol Z [206] dTMP c Mg2+ и dCMP c Mn2+ [205] dCMP « dTMP [206]

Pol к + [100] dTMP и делеции [100]

Четырехсубъединичный комплекс Pol Z человека впервые был выделен в 2014 году [218], и исследования репликации через «необъемные» повреждения ДНК с участием Pol Z еще не проведены. Препараты Pol Z из S. cerevisiae c высокой эффективностью продолжают синтез ДНК от некомплементарных концов праймеров и праймеров, спаренных с повреждениями [215, 220].

С участием дрожжевого фермента показано также, что Pol Z кооперируется с Pol i человека или Pol п дрожжей для эффективной репликации через АП-сайты [215, 221], с Pol к для высокоточной репликации напротив TG [222] и Pol i для эффективной репликации напротив еА [206]. В отличие от ДНКП Y-семейства, функции которых взаимозаменяемы, потеря каталитической активности Pol Z в клетках млекопитающих является летальной, что указывает на роль Pol Z в репликации большого числа эндогенных повреждений ДНК [223, 224].

Предполагается, что другой белок Y-семейства, Rev1, обладает слабой ДНК-полимеразной активностью (преимущественно включает dCMP при синтезе

ДНК напротив G в матричной ДНК), но играет важную структурную и регуляторную роли при сборке мутасомы [177]. Rev1 одновременно содержит сайты связывания с ДНКП Y-семейства Pol i, Pol п, Pol к (через RIR-мотив в Pol i, Pol п, Pol к) [225-227] и несколькими субъединицами Pol Z [228-230]. Rev1 также взаимодействует с неубиквитинилированным и моноубиквитинилированным фактором процессив-ности PCNA [231, 232]. Наличие множества сайтов связывания с ДНКП и факторами репликации позволяет координировать работу ферментов репликации и своевременно обеспечивать переключение синтеза с высокоточных ДНКП на спецДНКП и с ДНКП-«инсертера» Y-семейства на процессивную Pol Z (рис. 4). Однако детальный механизм работы мутасо-мы в рамках двухполимеразной модели репликации понятен не до конца.

Роль PrimPol в репликации поврежденной ДНК

В 2013 году была открыта спецДНКП нового типа -праймаза-полимераза PrimPol, которая обладает одновременно ДНК-полимеразной и праймазной

т

i

-■ооооо

PCNA ООО RPA

iНе можете найти то, что вам нужно? Попробуйте сервис подбора литературы.

ю

Л

Pol ö I. ) p50-p66

Рис. 4. Репликация поврежденной ДНК с участием спецДНКП у человека

Pol Z (Rev3-Rev7-p50-p66)

1

Qубиквитин

о

повреждение

Pol п

Revi

О po| 1

Pol к

активностями, но отличается от Pol а-праймазы способностью к инициации синтеза ДНК с использованием dNMP [233-235]. PrimPol не относится ни к одному из семейств известных ДНКП эукари-от, а принадлежит AEP-семейству праймаз [236]. Нокаут гена PRIMPOL не только вызывает чувствительность клеток к повреждениям ДНК [233], но и замедляет скорость движения репликативной вилки в отсутствие экзогенных повреждающих факторов [237]. PrimPol эффективно включает нуклео-тиды напротив некоторых «необъемных» повреждений ДНК (например, точный синтез напротив 8-oxo-G) (таблица) [234, 238], но предполагается, что основной функцией PrimPol может быть реини-циация репликации после поврежденных участков ДНК [239]. Активность PrimPol, в отличие от большинства ДНКП человека, не стимулируется PCNA [240], но активируется белком PolDIP2 [241]. PrimPol обнаруживается не только в ядре, но и в митохондриях [234] и активируется митохондриальной хе-ликазой Twinkle [242].

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

В ходе эволюции у живых организмов выработались механизмы, обеспечивающие эффективную защиту от генотоксичности повреждений ДНК.

К ним относятся как механизмы удаления поврежденных оснований и восстановления первоначальной структуры ДНК (репарация), так и механизмы, обеспечивающие толерантность клеток к повреждениям ДНК без их удаления (синтез через поврежденные участки). Ключевую роль в репарации «необъемных» повреждений ДНК играют ЭРО и целый ряд ДНК-гликозилаз, обладающих субстратной специфичностью по отношению к разным типам повреждений. В последние годы были открыты альтернативные механизмы репарации «необъемных» повреждений ДНК (ИРН, прямое восстановление структуры ДНК с помощью диоксигеназ, АРЕ1-независимая репарация АП-сайтов и др.). Показано, что пути репарации в клетке перекрываются и дублируют функции друг друга. Небольшое число повреждений, которое может оставаться в геномной ДНК, часто приводит к остановке работы высокоточных репликативных ДНКП и переключению на репликацию с участием спецДНКП. Недавно был открыт новый механизм преодоления блоков репликации, вызванных повреждениями ДНК — ре-инициация репликации после повреждений ДНК с участием ДНК-полимеразы и праймазы РптРо! Множественность механизмов репарации и репликации поврежденной ДНК обеспечивает высокую за-

щиту клеток от цитотоксического и мутагенного воздействия повреждений.

Накопление «необъемных» повреждений в результате нарушения работы ферментов репарации и репликации приводит к развитию многих заболеваний человека, прежде всего, онкологических. Связь нарушений функции ферментов репарации и репликации с болезнями человека рассмотрена в обзорах [243246]. Поиск эффективных способов регуляции активности ферментов репарации и репликации является

перспективным направлением, которое может привести к созданию новых терапевтических подходов. •

Авторы выражают благодарность А.В. Кульбачинскому за ценные дискуссии и помощь в подготовке рукописи. Обзор подготовлен при поддержке Президиума РАН (МКБ, Новые группы), РФФИ и Правительства Москвы (15-34-70002-мол_а_мос и 15-04-08-398-а), фонда «Династия» и стипендии Президента РФ.

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Geacintov N.E., Cosman M., Hingerty B.E., Amin S., Broyde S., Patel D.J. // Chem. Res. Toxicol. 1997. V. 10. № 2. P. 111-146.

2. Скосарева Л.В., Лебедева Н.А., Лаврик О.И., Речкунова Н.И. // Молекуляр. биология. 2013. Т. 47. № 5. С. 731-742.

3. Kamileri I., Karakasilioti I., Garinis G.A. // Trends. Genet.

2012. V. 28. № 11. P. 566- 573.

4. Hsu G.W., Huang X., Luneva N.P., Geacintov N.E., Beese L.S. // J. Biol. Chem. 2005. V. 280. № 5. P. 3764-3770.

5. O’Day C., Burgers P.M., Taylor J.S. // Nucleic Acids Res. 1992. V. 20. № 20. P. 5403-5406.

6. Wang Y. // Chem. Res. Toxicol. 2008. V. 21. № 2. Р. 276-281.

7. Bauer N.C., Corbett A.H., Doetsch P.W. // Nucleic Acids Res. 2015. V. 43. № 21. Р. 10083-10101.

8. Dianov G.L., Hubscher U. // Nucleic Acids Res. 2013. V. 41. № 6. P. 3483-3490.

9. Krokan H.E., Bjoras M. // Cold Spring Harb. Perspect. Biol.

2013. V. 5. № 4. a012583.

10. Nakamura J., Walker V.E., Upton P.B., Chiang S.Y., Kow Y.W., Swenberg J.A. // Cancer Res. 1998. V. 58. № 2. P. 222-225.

11. Tice R.R., Setlow R.B. Handbook of the Biology of Aging. New York: Van Nostrand Reinhold, 1985. 173 p.

12. Lindahl T., Nyberg B. // Biochemistry. 1972. V. 11. № 19. P. 3610-3618.

13. Guillet M., Boiteux S. // Mol. Cell. Biol. 2003. V. 23. № 22. P. 8386-8394.

14. Chen Z., Wang J.H. // Front. Med. 2014. V. 8. № 2. P. 201-216.

15. Petersen-Mahrt S.K., Harris R.S., Neuberger M.S. // Nature. 2002. V. 418. № 6893. P. 99-103.

16. Locatelli G.A., Pospiech H., Tanguy Le Gac N., van Loon B., Hubscher U., Parkkinen S., Syväoja J.E., Villani G. // Biochem. J. 2010. V. 429. № 3. P. 573-582.

17. Schmitt M.W., Matsumoto Y., Loeb L.A. // Biochimie. 2009. V. 91. № 9. P. 1163-1172.

18. Shibutani S., Takeshita M., Grollman A.P. // J. Biol. Chem. 1997. V. 272. № 21. P. 13916-13922.

19. Weerasooriya S., Jasti V.P., Basu A.K. // PLoS One. 2014. V. 9. № 9. e107915.

20. Cuniasse P., Fazakerley G.V., Guschlbauer W., Kaplan B.E., Sowers L.C. // J. Mol. Biol. 1990. V. 213. № 2. P. 303-314.

21. Maga G., van Loon B., Crespan E., Villani G., Hubscher U. // J. Biol. Chem. 2009. V. 284. № 21. P. 14267-14275.

22. Yu S.L., Lee S.K., Johnson R.E., Prakash L., Prakash S. // Mol. Cell. Biol. 2003. V. 23. № 1. P. 382-388.

23. Demple B., Herman T., Chen D.S. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1991. V. 88. № 24. P. 11450 -11454.

24. Li M., Wilson 3rd D.M. // Antioxid. Redox Signal. 2014. V. 20. № 4. P. 678-707.

25. Choi Y.J., Li H., Son M.Y., Wang X.H., Fornsaglio J.L., Sobol R.W., Lee M., Vijg J., Imholz S., Dolle M.E., et al. // PLoS One. 2014. V. 9. № 1. e86358.

26. Ilina E.S., Lavrik O.I., Khodyreva S.N. // Biochim. Biophys. Acta. 2008. V. 1784. № 11. P. 1777-1785.

27. Roberts S.A., Strande N., Burkhalter M.D., Strom C., Havener J.M., Hasty P., Ramsden D.A. // Nature. 2010. V. 464. № 7292. P. 1214-1217.

28. Lebedeva N.A., Rechkunova N.I., Lavrik O.I. // FEBS Lett. 2011. V. 585. № 4. P. 683-686.

29. Lebedeva N.A., Rechkunova N.I., El-Khamisy S.F., Lavrik O.I. // Biochimie. 2012. V. 94. № 8. P. 1749-1753.

30. Khodyreva S.N., Prasad R., Ilina E.S., Sukhanova M.V., Ku-tuzov M.M., Liu Y., Hou E.W., Wilson S.H., Lavrik O.I. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2010. V. 107. № 51. P. 22090-22095.

31. Косова A.A., Лаврик О.И., Ходырева С.Н. // Молекуляр. биология. 2015. Т. 49. № 1. C. 67-74.

32. Речкунова Н.И., Лебедева Н.А., Лаврик О.И. // Биоорган. химия. 2015. Т. 41. № 5. C. 531-538.

33. Yakes F.M., van Houten B. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997. V. 94. № 2. P. 514-519.

34. Cadet J., Wagner J.R. // Cold. Spring Harb. Perspect. Biol. 2013. V. 5. № 2. a012559.

35. van Loon B., Markkanen E., Hubscher U. // DNA Repair. 2010. V. 9. № 6. P. 604-616.

36. Storr R.J., Woolston C.M., Zhang Y., Martin S.G. // Antioxid. Redox Signal. 2013. V. 18. № 18. P. 2399-2408.

37. Boiteux S., Gajewski E., Laval J., Dizdaroglu M. // Biochemistry. 1992. V. 31. № 1. P. 106-110.

38. Burgdorf L.T., Carell T. // Chemistry. 2002. V. 8. № 1. P. 293-301.

39. Dolinnaya N.G., Kubareva E.A., Romanova E.A., Trikin R.M., Oretskaya T.S. // Biochimie. 2013. V. 95. № 2. Р. 134-147.

40. Shibutani S., Takeshita M., Grollman A.P. // Nature. 1991. V. 349. № 6308. P. 431-434.

41. Hsu G.W., Ober M., Carell T., Beese L.S. // Nature. 2004. V. 431. № 7005. P. 217-221.

42. McCulloch S.D., Kokoska R.J., Garg P., Burgers P.M., Kunkel T.A. // Nucleic. Acids Res. 2009. V. 37. № 9. P. 2830-2840.

43. Aller P., Rould M.A., Hogg M., Wallace S.S., Doublie S. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2007. V. 104. № 3. Р. 814-818.

44. Clark J., Beardsley G.P. // Biochemistry. 1987. V. 26. № 17. P. 5398-5403.

45. Shen J.C., Rideout W.M., Jones P.A. // Nucleic Acids Res. 1994. V. 22. № 6. P. 972-976.

46. Singer B., Grunberger D. Molecular Biology of Mutagens and Carcinogens. New York: Plenum Press, 1983. 19 p.

47. Caulfield J.L., Wishnok J.S., Tannenbaum S.R. // J. Biol. Chem. 1998. V. 273. № 21. P. 12689-12695.

48. Nguyen T., Brunson D., Crespi C.L., Penman B.W., Wishnok J.S., Tannenbaum S.R. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1992.

V. 89. № 7. P. 3030-3034.

49. Ohshima H., Tatemichi M., Sawa T. // Arch. Biochem. Bio-phys. 2003. V. 417. № 1. P. 3-11.

50. Frederico L.A., Kunkel T.A., Shaw B. // Biochemistry. 1993. V. 32. № 26. P. 6523-6530.

51. Lindahl T., Nyberg B. // Biochemistry. 1974. V. 13. № 16. P. 3405-3410.

52. Karran P., Lindahl T. // Biochemistry. 1980. V. 19. № 26. P. 6005-6011.

53. Shapiro R., Yamaguchi H. // Biochim. Biophys. Acta. 1972. V. 281. № 4. P. 501-506.

54. Frederico L.A., Kunkel T.A., Shaw B.R. // Biochemistry. 1990. V. 29. № 10. P. 2532-2537.

55. Wagner J.R., Hu C.C., Ames B.N. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1992. V. 89. № 8. P. 3380-3384.

56. Dizdaroglu M., Laval J., Boiteux S. // Biochemistry. 1993. V. 32. № 45. P. 12105-12111.

57. Dong M., Dedon P.C. // Chem. Res. Toxicol. 2006. V. 19. № 1. P. 50-57.

58. Lim K.S., Huang S.H., Jenner A., Wang H., Tang S.Y., Halliwell B. // Free Radic. Biol. Med. 2006. V. 40. № 11. P. 1939-1948.

59. Pang B., Zhou X., Yu H., Dong M., Taghizadeh K., Wishnok J.S., Tannenbaum S.R., Dedon P.C. // Carcinogenesis. 2007. V. 28. № 8. P. 1807-1813.

60. Wardle J., Burgers P.M., Cann I.K., Darley K., Heslop P., Johansson E., Lin L.J., McGlynn P., Sanvoisin J., Stith C.M., et al. // Nucleic Acids Res. 2008. V. 36. № 3. P. 705-711.

61. Hill-Perkins M., Jones M.D., Karran P. // Mutat. Res. 1986. V. 162. № 2. P. 153-163.

62. Yasui M., Suenaga E., Koyama N., Masutani C., Hanaoka F., Gruz P., Shibutani S., Nohmi T., Hayashi M., Honma M. // J. Mol. Biol. 2008. V. 377. № 4. P. 1015-1023.

63. Hajnic M., Ruiter Ad., Polyansky A.A., Zagrovic B. // J. Am. Chem. Soc. 2016. V. 138. № 17. P. 5519-5522.

64. Nakano T., Asagoshi K., Terato H., Suzuki T., Ide H. // Mutagenesis. 2005. V. 20. № 3. P. 209-216.

65. Cooper D.N., Youssoufian H. // Hum. Genet. 1988. V. 78. № 2. P. 151-155.

66. Temiz N.A., Donohue D.E., Bacolla A., Vasquez K.M., Cooper D.N., Mudunuri U., Ivanic J., Cer R.Z., Yi M., Stephens R.M., et al. // Hum. Genet. 2015. V. 134. № 8. P. 851-864.

67. Chikan N.A., Shabir N., Shaff S., Mir M.R., Patel T.N. // Asian. Pac. J. Cancer Prev. 2012. V. 13. № 3. P. 1077-1079.

68. Sutandyo N. // Acta. Med. Indones. 2010. V. 42. № 1. P. 36-42.

69. Bolt H.M., Gansewendt B. // Crit. Rev. Toxicol. 1993. V. 23. № 3. P. 237-253.

70. Bulathsinghala A.T., Shaw I.C. // Hum. Exp. Toxicol. 2014. V. 33. № 1. P. 81-91.

71. Guengerich F.P., Min K.S., Persmark M., Kim M.S., Humphreys W.G., Cmarik J.M., Thier R. IARC Sci. Publ. 1994. № 125. P. 57-72.

72. Cheung-Ong K., Giaever G., Nislow C. // Chem. Biol. 2013. V. 20. № 5. P. 648-659.

73. Colvin M. Holland-Frei Cancer Medicine. 6th edition. Hamilton: BC Decker, 2003. 51 chapter.

74. Beranek D.T. // Mutat. Res. 1990. V. 231. № 1. P. 11-30.

75. Fu D., Calvo J.A., Samson L.D. // Nat. Rev. Cancer. 2012. V. 12. № 2. P. 104-120.

iНе можете найти то, что вам нужно? Попробуйте сервис подбора литературы.

76. Beranek D.T., Weis C.C., Swenson D.H. // Carcinogenesis. 1980. V. 1. № 7. P. 595-606.

77. Reiner B., Zamenhof S. // J. Biol. Chem. 1957. V. 228. № 1. P. 475-486.

78. Rydberg B., Lindahl T. // EMBO J. 1982. V. 1. № 2. P. 211-216.

79. Barrows L.R., Magee P.N. // Carcinogenesis. 1982. V. 3. № 3. P. 349-351.

80. Boiteux S., Huisman O., Laval J. // EMBO J. 1984. V. 3. № 11. P. 2569-2573.

81. Fronza G., Gold B. // J. Cell. Biochem. 2004. V. 91. № 2. P. 250-257.

82. Plosky B.S., Frank E.G., Berry D.A., Vennall G.P., McDonald J.P., Woodgate R. // Nucleic Acids Res. 2008. V. 36. № 7. P. 2152-2162.

83. Larson K., Sahm J., Shenkar R., Strauss B. // Mutat. Res. 1985. V. 150. № 1-2. P. 77- 84.

84. Koag M.C., Kou Y., Ouzon-Shubeita H., Lee S. // Nucleic Acids Res. 2014. V. 42. № 13. P. 8755-8766.

85. Boiteux S., Laval J. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1983. V. 110. № 2. P. 552-558.

86. O’Connor T.R., Boiteux S., Laval J. // Nucleic Acids Res. 1982. V. 16. № 13. P. 5879-5894.

87. Choi J.Y., Chowdhury G., Zang H., Angel K.C., Vu C.C., Peterson L.A., Guengerich F.P. // J. Biol. Chem. 2006. V. 281. № 50. P. 38244-38256.

88. Ellison K.S., Dogliotti E., Connors T.D., Basu A.K., Essigmann J.M. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1989. V. 86. № 22. P. 8620-8624.

89. Haracska L., Prakash S., Prakash L. // Mol. Cell. Biol. 2000. V. 20. № 21. P. 8001-8007.

90. Perrino F.W., Blans P., Harvey S., Gelhaus S.L., McGrath C., Akman S.A., Jenkins G.S., LaCourse W.R., Fishbein J.C. // Chem. Res. Toxicol. 2003. V. 16. № 12. P. 1616-1623.

91. Voigt J.M., Topal M.D. // Carcinogenesis. 1995. V. 16. № 8. P. 1775-1782.

92. Nay S.L., O’Connor T.R. New Research Directions in DNA Repair. InTech, 2013. 5 chapter.

93. Chung F.L., Chen H.J., Nath R.G. // Carcinogenesis. 1996. V. 17. № 10. P. 2105-2111.

94. Nair J., Barbin A., Velic I., Bartsch H. // Mutat. Res. 1999. V. 424. № 1-2. P. 59-69.

95. Barbin A. // Mutat. Res. 2000. V. 462. № 2-3. P. 55-69.

96. Chang S.C., Fedeles B.I., Wu J., Delaney J.C., Li D., Zhao L., Christov P.P., Yau E., Singh V., Jost M., et al. // Nucleic Acids Res. 2015. V. 43. № 11. P. 5489-5500.

97. Choi J.Y., Zang H., Angel K.C., Kozekov I.D., Goodenough A.K., Rizzo C.J., Guengerich F.P. // Chem. Res. Toxicol. 2006. V. 19. № 6. P. 879-886.

98. Pandya G.A., Moriya M. // Biochemistry. 1996. V. 35. № 35. P. 11487-11492.

99. Shibutani S., Suzuki N., Matsumoto Y., Grollman A.P. // Biochemistry. 1996. V. 35. № 47. P. 14992-14998.

100. Levine R.L., Miller H., Grollman A., Ohashi E., Ohmori H., Masutani C., Hanaoka F., Moriya M. // J. Biol. Chem. 2001.

V. 276. № 22. P. 18717-18721.

101. Yamanaka K., Minko I.G., Takata K., Kolbanovskiy A., Kozekov I.D., Wood R.D., Rizzo C.J., Lloyd R.S. // Chem. Res. Toxicol. 2010. V. 23. № 3. P. 689-695.

102. Fortini P., Dogliotti E. // DNA Repair. 2007. V. 6. № 4. P. 398-409.

103. Жарков Д.О. // Вест. Росс. АН. 2013. Т. 83. № 2. С. 112-119.

104. Жарков Д.О. // Молекуляр. биология. 2007. Т. 41. № 5. C. 772-786.

105. Brooks S.C., Adhikary S., Rubinson E.H., Eichman B.F. // Biochim. Biophys. Acta. 2013. V. 1834. № 1. P. 247-271.

106. Demple B., Sung J.S. // DNA Repair (Amst.). 2005. V. 4. № 12. P. 1442-1449.

107. Das A., Wiederhold L., Leppard J.B., Kedar P., Prasad R., Wang H., Boldogh I., Karimi-Busheri F., Weinfeld M., Tomkin-son A.E., et al. // DNA Repair. 2006. V. 5. № 12. P. 1439-1448.

108. Pascucci B., Maga G., Hübscher U., Bjoras M., Seeberg E., Hickson I.D., Villani G., Giordano C., Cellai L., Dogliotti E. // Nucleic Acids Res. 2002. V. 30. № 10. P. 2124-2130.

109. Wiederhold L., Leppard J.B., Kedar P., Karimi-Busheri F., Rasouli-Nia A., Weinfeld M., Tomkinson A.E., Izumi T., Prasad R., Wilson S.H., et al. // Mol. Cell. 2004. V. 15. № 2. P. 209-220.

110. Caldecott K.W., Tucker J.D., Stanker L.H., Thompson L.H. // Nucleic Acids Res. 1995. V. 23. № 23. P. 4836-4843.

111. Kubota Y., Nash R.A., Klungland A., Schär P., Barnes D.E., Lindahl T. // EMBO J. 1996. V. 15. № 23. P. 6662-6670.

112. Gary R., Kim K., Cornelius H.L., Park M.S., Matsumoto Y. // J. Biol. Chem. 1999. V. 274. № 7. P. 4354-4363.

113. Mjelle R., Hegre S.A., Aas P.A., Slupphaug G., Drablos F., Saetrom P., Krokan H.E. // DNA Repair. 2015. V. 30. P. 53-67.

114. Sobol R.W., Prasad R., Evenski A., Baker A., Yang X.P., Horton J.K., Wilson S.H. // Nature. 2000. V. 405. № 6788. P. 807-810.

115. Prasad R., Bebenek K., Hou E., Shock D.D., Beard W.A., Woodgate R., Kunkel T.A., Wilson S.H. // J. Biol. Chem. 2003. V. 278. № 32. P. 29649-29654.

116. Garcia-Diaz M., Bebenek K., Kunkel T.A., Blanco L. // J. Biol. Chem. 2001. V. 276. № 37. P. 34659-34663.

117. Petta T.B., Nakajima S., Zlatanou A., Despras E., Couve-Privat S., Ishchenko A., Sarasin A., Yasui A., Kannouche P. // EMBO J. 2008. V. 27. № 21. P. 2883-2895.

118. Prasad R., Longley M.J., Sharief F.S., Hou E.W., Cope-land W.C., Wilson S.H. // Nucleic Acids Res. 2009. V. 37. № 6. P. 1868-1877.

119. Stucki M., Pascucci B., Parlanti E., Fortini P., Wilson S.H., Hübscher U., Dogliotti E. // Oncogene. 1998. V. 17. № 7. P. 835-843.

120. Levin D.S., Vijayakumar S., Liu X., Bermudez V.P., Hurwitz J., Tomkinson A.E. // J. Biol. Chem. 2004. V. 279. № 53. P. 55196-55201.

121. Cappelli E., Taylor R., Cevasco M., Abbondandolo A., Caldecott K., Frosina G. // J. Biol. Chem. 1997. V. 272. № 38. P. 23970-23975.

122. Levin D.S., McKenna A.E., Motycka T.A., Matsumoto Y., Tomkinson A.E. // Curr. Biol. 2000. V. 10. № 15. P. 919-922.

123. Nilsen H., Otterlei M., Haug T., Solum K., Nagelhus T.A., Skorpen F., Krokan H.E. // Nucleic Acids Res. 1997. V. 25. № 4. P. 750-755.

124. Haug T., Skorpen F., Aas P.A., Malm V., Skjelbred C., Krokan H.E. // Nucleic Acids Res. 1998. V. 26. № 6. P. 1449-1457.

125. Slupphaug G., Markussen F.H., Olsen L.C., Aasland R., Aarsaether N., Bakke O., Krokan H.E., Helland D.E. // Nucleic Acids Res. 1993. V. 21. № 11. P. 2579-2584.

126. Masaoka A., Matsubara M., Hasegawa R., Tanaka T., Kurisu S., Terato H., Ohyama Y., Karino N., Matsuda A., Ide H. // Biochemistry. 2003. V. 42. № 17. P. 5003-5012.

127. Wibley J.E., Waters T.R., Haushalter K., Verdine G.L., Pearl L.H. // Mol. Cell. 2003. V. 11. № 6. P. 1647-1659.

128. Haushalter K.A., Todd Stukenberg M.W., Kirschner M.W., Verdine G.L. // Curr. Biol. 1999. V. 9. № 4. P. 174-185.

129. Hendrich B., Hardeland U., Ng H.H., Jiricny J., Bird A. // Nature. 1999. V. 401. № 6750. P. 301-304.

130. Neddermann P., Gallinari P., Lettieri T., Schmid D., Truong O., Hsuan J.J., Wiebauer K., Jiricny J. // J. Biol. Chem. 1996.

V. 271. № 22. P. 12767-12774.

131. Sjolund A., Senejani A.G., Sweasy J.B. // Mutat. Res. 2013. V. 743-744. P. 12-25.

132. Bellacosa A., Drohat A.C. // DNA Repair. 2015. V. 32. P. 33-42.

133. Boiteux S., Radicella J.P. // Arch. Biochem. Biophys. 2000. V. 377. № 1. P. 1-8.

134. Radicella J.P., Dherin C., Desmaze C., Fox M.S., Boiteux S. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997. V. 94. № 15. P. 8010-8015.

135. Ohtsubo T., Oda H., Fujiwara T., Kang D., Sugimachi K., Nakabeppu Y., Nishioka K. // Mol. Biol. Cell. 1999. V. 10. № 5. P. 1637-1652.

136. Takao M., Aburatani H., Kobayashi K., Yasui A. // Nucleic Acids Res. 1998. V. 26. № 12. P. 2917-2922.

137. Hazra T.K., Izumi T., Boldogh I., Imhoff B., Kow Y.W., Ja-ruga P., Dizdaroglu M., Mitra S. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2002. V. 99. № 6. P. 3523-3538.

138. Parsons J.L., Zharkov D.O., Dianov G.L. // Nucleic Acids Res. 2005. V. 33. № 15. P. 4849-4856.

139. Aspinwall R., Rothwell D.G., Roldan-Arjona T., Anselmino C., Ward C.J., Cheadle J.P., Sampson J.R., Lindahl T., Harris P.C., Hickson I.D. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997. V. 94. № 1. P. 109-114.

140. Bandaru V., Sunkara S., Wallace S.S., Bond J.P. // DNA Repair. 2002. V. 1. № 7. P. 517-529.

141. Dizdaroglu M., Karahalil B., Sentürker S., Buckley T.T., Roldan-Arjona T. // Biochemistry. 1999. V. 38. № 1. P. 243-246.

142. Miyabe I., Zhang Q.M., Kino K., Sugiyama H., Takao M., Yasui A., Yonei S. // Nucleic Acids Res. 2002. V. 30. № 14.

P. 3443-3448.

143. Parsons J.L., Kavli B., Slupphaug G., Dianov G.L. // Biochemistry. 2007. V. 46. № 13. P. 4158-4163.

144. Hazra T.K., Kow Y.W., Hatahet Z., Imhoff B., Boldogh I., Mokkapati S.K., Mitra S., Izumi T. // J. Biol. Chem. 2002. V. 277. № 34. P. 30417-30420.

145. Liu M., Doublié S., Wallace S.S. // Mutat. Res. 2013. V. 743744. P. 4-11.

146. Rolseth V., Krokeide S.Z., Kunke D., Neurauter C.G., Sugan-than R., Sejersted Y., Hildrestrand G.A., Bj0ras M., Luna L. // Biochim. Biophys. Acta. 2013. V. 1833. № 5. P. 1157-1164.

147. Dou H., Mitra S., Hazra T.K. // J. Biol. Chem. 2003. V. 278. № 50. P. 49679-49684.

148. Banerjee D., Mandal S.M., Das A., Hegde M.L., Das S., Bhakat K.K., Boldogh L., Sarkar P.S., Mitra S., Hazra T.K. // J. Biol. Chem. 2011. V. 286. № 8. P. 6006-6016.

149. Hegde M.L., Hegde P.M., Bellot L.J., Mandal S.M., Hazra T.K., Li G.M., Boldogh I., Tomkinson A.E., Mitra S. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2013. V. 110. № 33. E3090-E3099.

150. Liu M., Imamura K., Averill A.M., Wallace S.S., Doublié S. // Structure. 2013. V. 21. № 2. P. 247-256.

151. Chakravarti D., Ibeanu G.C., Tano K., Mitra S. // J. Biol. Chem. 1991. V. 266. № 24. P. 15710-15715.

152. Engelward B.P., Weeda G., Wyatt M.D., Broekhof J.L., de Wit J., Donker I., Allan J.M., Gold B., Hoeijmakers J.H., Samson L.D. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997. V. 94. № 24. P. 13087-13092.

153. Hang B., Singer B., Margison G.P., Elder R.H. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997. V. 94. № 24. P. 12869-12874.

154. Saparbaev M., Langouët S., Privezentzev C.V., Guengerich F.P., Cai H., Elder R.H., Laval J. // J. Biol. Chem. 2002. V. 277. № 30. P. 26987-26993.

155. Wolfe A.E., O’Brien P.J. // Biochemistry. 2009. V. 48. № 48. P. 11357-11369.

156. Saparbaev M., Laval J. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1994. V. 91. № 13. P. 5873-5877.

157. Hitchcock T.M., Dong L., Connor E.E., Meira L.B., Samson L.D., Wyatt M.D., Cao W. // J. Biol. Chem. 2004. V. 279. № 37. P. 38177-38183.

158. McGoldrick J.P., Yeh Y.C., Solomon M., Essigmann J.M., Lu A.L. // Mol. Cell. Biol. 1995. V. 15. № 2. P. 989-996.

159. van Loon B., Hubscher U. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2009. V. 106. № 43. P. 18201-18206.

160. Goto M., Shinmura K., Matsushima Y., Ishino K., Yamada H., Totsuka Y., Matsuda T., Nakagama H., Sugimura H. // Free Radic. Biol. Med. 2014. V. 76. P. 136-146.

161. Gros L., Ishchenko A.A., Ide H., Elder R.H., Saparbaev M.K. // Nucleic Acids Res. 2004. V. 32. № 1. P. 73-81.

162. Ishchenko A.A., Deprez E., Maksimenko A., Brochon J.C., Tauc P., Saparbaev M.K. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2006. V. 103. № 8. P. 2564-2569.

163. Gelin A., Redrejo-Rodriguez M., Laval J., Fedorova O.S., Saparbaev M., Ishchenko A.A. // PLoS One. 2010. V. 5. № 8. e12241.

164. Prorok P., Saint-Pierre C., Gasparutto D., Fedorova O.S., Ishchenko A.A., Leh H., Buckle M., Tudek B., Saparbaev M. // PLoS One. 2012. V. 7. № 12. e51776.

165. Prorok P., Alili D., Saint-Pierre C., Gasparutto D., Zharkov D.O., Ishchenko A.A., Tudek B., Saparbaev M.K. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2013. V. 110. № 39. E3695-E3703.

166. Yi C., He C. // Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 2013. V. 5. № 1. a012575.

167. Yi C., Jia G., Hou G., Dai Q., Zhang W., Zheng G., Jian X., Yang C.G., Cui Q., He C. // Nature. 2010. V. 468. № 7321. P. 330-333.

168. Aas P.A., Otterlei M., Falnes P.O., Vägb0 C.B., Skorpen F., Akbari M., Sundheim O., Bj0räs M., Slupphaug G., Seeberg E., et al. // Nature. 2003. V. 421. № 6925. P. 859-863.

169. Duncan T., Trewick S.C., Koivisto P., Bates P.A., Lindahl T., Sedgwick B. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2002. V. 99. № 26. P. 16660-16665.

170. You C., Wang P., Nay S.L., Wang J., Dai X., O’Connor T.R., Wang Y. // ACS Chem. Biol. 2016. V. 11. № 5. P. 1332-1338.

171. Lamb K.L., Liu Y., Ishiguro K., Kwon Y., Paquet N., Sar-torelli A.C., Sung P., Rockwell S., Sweasy J.B. // Mol. Carcinog. 2014. V. 53. № 3. P. 201-210.

172. Pegg A.E., Boosalis M., Samson L., Moschel R.C., Byers T.L., Swenn K., Dolan M.E. // Biochemistry. 1993. V. 32. № 45. P. 11998-12006.

iНе можете найти то, что вам нужно? Попробуйте сервис подбора литературы.

173. Zak P., Kleibl K., Laval F. // J. Biol. Chem. 1994. V. 269. № 1. P. 730-733.

174. Demple B., Sedgwick B., Robins P., Totty N., Waterfield M.D., Lindahl T. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1985. V. 82. № 9. P. 2688-2692.

175. Campbell C.R., Spratt T.E. // Biochemistry. 1994. V. 33. № 37. P. 11364-11371.

176. Макарова А.В., Кульбачинский А.В. // Биохимия. 2012. Т. 77. № 6. C. 669-685.

177. Makarova A.V., Burgers P.M. // DNA Repair. 2015. V. 29. P. 47-55.

178. Yang W. // Biochemistry. 2014. V. 53. № 17. P. 2793-2803.

179. Sharma S., Helchowski C.M., Canman C.E. // Mutat. Res. 2013. V. 743-744. P. 97-110.

180. McCulloch S.D., Kunkel T.A. // Cell Res. 2008. V. 18. № 1. P. 148-161.

181. Johnson R.E., Washington M.T., Prakash S., Prakash L. // J. Biol. Chem. 2000. V. 275. № 11. P. 7447-7450.

182. Matsuda T., Bebenek K., Masutani C., Hanaoka F., Kunkel T.A. // Nature. 2000. V. 404. № 6781. P. 1011-1013.

183. Ohashi E., Bebenek K., Matsuda T., Feaver W.J., Gerlach V.L., Friedberg E.C., Ohmori H., Kunkel T.A. // J. Biol. Chem. 2000. V. 275. № 50. P. 39678-39684.

184. Tissier A., McDonald J.P., Frank E.G., Woodgate R. // Genes Dev. 2000. V. 14. № 13. P. 1642-1650.

185. Zhang Y., Yuan F., Wu X., Wang X. // Mol. Cell. Biol. 2000. V. 20. № 19. P. 7099-7108.

186. Zhang Y., Yuan F., Xin H., Wu X., Rajpal D.K., Yang D., Wang Z. // Nucleic Acids Res. 2000. V. 28. № 21. P. 4147-4156.

187. Masutani C., Kusumoto R., Iwai S., Hanaoka F. // EMBO J. 2000. V. 19. № 12. P. 3100-3109.

188. McCulloch S.D., Kokoska R.J., Masutani C., Iwai S., Hanaoka F., Kunkel T.A. // Nature. 2004. V. 428. № 6978. P. 97-100.

189. Choi J.Y., Lim S., Kim E.J., Jo A., Guengerich F.P. // J. Mol. Biol. 2010. V. 404. № 1. P. 34-44.

190. Furrer A., van Loon B. // Nucleic Acids Res. 2014. V. 42. № 1. P. 553-566.

191. Kokoska R.J., McCulloch S.D., Kunkel T.A. // J. Biol. Chem. 2003. V. 278. № 50. P. 50537-50545.

192. Kusumoto R., Masutani C., Iwai S., Hanaoka F. // Biochemistry. 2002. V. 41. № 19. P. 6090-6099.

193. Lee D.H., Pfeifer G.P. // Mutat. Res. 2008. V. 641. № 1-2. P. 19-26.

194. Patra A., Zhang Q., Lei L., Su Y., Egli M., Guengerich F.P. // J. Biol. Chem. 2015. V. 290. № 13. P. 8028-8038.

195. Patra A., Nagy L.D., Zhang Q., Su Y., Müller L., Guengerich F.P., Egli M.A. // J. Biol. Chem. 2014. V. 289. № 24. P. 1686716882.

196. Sherrer S.M., Fiala K.A., Fowler J.D., Newmister S.A., Pryor J.M., Suo Z. // Nucleic Acids Res. 2011. V. 39. № 2. P. 609-622.

197. Johnson R.E., Washington M.T., Haracska L., Prakash S., Prakash L. // Nature. 2000. V. 406. № 6799. P. 1015-1019.

198. Nair D.T., Johnson R.E., Prakash L., Prakash S., Aggarwal A.K. // Structure. 2009. V. 17. № 4. P. 530-537.

199. Zhang Y., Yuan F., Wu X., Taylor J.S., Wang Z. // Nucleic Acids Res. 2001. V. 29. № 4. P. 928-935.

200. Vaisman A., Woodgate R. // EMBO J. 2001. V. 20. № 22. P. 6520-6529.

201. Kirouac K.N., Ling H. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2011. V. 108. № 8. P. 3210-3215.

202. Johnson R.E., Yu S.L., Prakash S., Prakash L. // Mol. Cell. Biol. 2007. V. 27. № 20. P. 7198-7205.

203. Pence M.G., Choi J.Y., Egli M, Guengerich F.P. // J. Biol. Chem. 2010. V. 285. № 52. P. 40666-40672.

204. Pence M.G., Blans P., Zink C.N., Hollis T., Fishbein J.C., Per-rino F.W. // J. Biol. Chem. 2009. V. 284. № 3. P. 1732-1740.

205. Makarova A.V., Ignatov A., Miropolskaya N., Kulbachinskiy A. // DNA Repair. 2014. V. 22. C. 67-76.

206. Nair D.T., Johnson R.E., Prakash L., Prakash S., Aggarwal A.K. // Nat. Struct. Mol. Biol. 2006. V. 13. № 7. P. 619-625.

207. Makarova A.V., Grabow C., Gening L.V., Tarantul V.Z., Ta-hirov T.H., Bessho T., Pavlov Y.I. // PLoS One. 2011. V. 6. № 1. e16612.

208. Kirouac K.N., Ling H. // EMBO J. 2009. V. 28. № 11. P. 1644-1654.

209. Jha V., Bian C., Xing G., Ling H. // Nucleic Acids Res. 2016. V. 44. № 10. P. 4957-4967.

210. Minko I.G., Harbut M.B., Kozekov I.D., Kozekova A., Jakobs P.M., Olson S.B., Moses R.E., Harris T.M., Rizzo C.J., Lloyd R.S. // J. Biol. Chem. 2008. V. 283. № 25. P. 17075-17082.

211. Yasui M., Dong H., Bonala R.R., Suzuki N., Ohmori H., Hanaoka F., Johnson F., Grollman A.P., Shibutani S. // Biochemistry. 2004. V. 43. № 47. P. 15005-15013.

212. Zhao L., Pence M.G., Christov P.P., Wawrzak Z., Choi J.Y., Rizzo C.J., Egli M., Guengerich F.P. // J. Biol. Chem. 2012.

V. 287. № 42. P. 35516-35526.

213. Fischhaber P.L., Gerlach V.L., Feaver W.J., Hatahet Z., Wallace S.S., Friedberg E.C. // J. Biol. Chem. 2002. V. 277. № 40. P. 37604-37611.

214. Lone S., Townson S.A., Uljon S.N., Johnson R.E., Brahma A., Nair D.T., Prakash S., Prakash L., Aggarwal A.K. // Mol. Cell.

2007. V. 25. № 4. P. 601-614.

215. Carlson K.D., Johnson R.E., Prakash L., Prakash S., Washington M.T. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2006. V. 103. № 43. P. 15776-15781.

216. Livneh Z., Ziv O., Shachar S. // Cell Cycle. 2010. V. 9. № 4. P. 729-735.

217. Baranovskiy A.G., Lada A.G., Siebler H.M., Zhang Y., Pavlov Y.I., Tahirov T.H. // J. Biol. Chem. 2012. V. 287. № 21. P. 17281-17287.

218. Lee Y.S., Gregory M.T., Yang W. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2014. V. 111. № 8. P. 2954-2959.

219. Makarova A.V., Stodola J.L., Burgers P.M. // Nucleic Acids Res. 2012. V. 40. № 22. P. 11618-11626.

220. Haracska L., Prakash S., Prakash L. // Mol. Cell. Biol. 2003. V. 23. № 4. P. 1453-1459.

221. Yuan F., Zhang Y., Rajpal D.K., Wu X., Guo D., Wang M., Taylor J.S., Wang Z. // J. Biol. Chem. 2000. V. 275. № 11. P. 8233-8239.

222. Yoon J.H., Bhatia G., Prakash S., Prakash L. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2012. V. 107. № 32. P. 14116-14121.

223. Esposito G., Godindagger I., Klein U., Yaspo M.L., Cumano A., Rajewsky K. // Curr. Biol. 2000. V. 10. № 19. P. 1221-1224.

224. Wittschieben J., Shivji M.K., Lalani E., Jacobs M.A., Marini F., Gearhart P.J., Rosewell I., Stamp G., Wood R.D. // Curr. Biol. 2000. V. 10. № 19. P. 1217-1220.

225. Guo C., Fischhaber P.L., Luk-Paszyc M.J., Masuda Y., Zhou J., Kamiya K., Kisker C., Friedberg E.C. // EMBO J. 2003. V. 22. № 24. P. 6621-6630.

226. Ohashi E., Hanafusa T., Kamei K., Song I., Tomida J., Hashimoto H., Vaziri C., Ohmori H. // Genes Cells. 2009. V. 14. № 2. P. 101-111.

227. Pozhidaiva A., Pustovalova Y., D’Souza S., Bezsonova I., Walker G.C., Korzhnev D.M. // Biochemistry. 2012. V. 51. № 27. P. 5506-5520.

228. Pustopalova Y., Bezsonova I., Korzhnev D.M. // FEBS Lett. 2012. V. 586. № 19. P. 3051-3056.

229. Pustovalova Y., Magalhaes M.T., D’Souza S., Rizzo A.A., Korza G., Walker G.C., Korzhnev D.M. // Biochemistry. 2016. V. 55. № 13. P. 2043-2053.

230. Wojtaszek J., Lee C.J., D’Souza S., Minesinger B., Kim H., D’Andrea A.D., Walker G.C., Zhou P. // J. Biol. Chem. 2012.

V. 287. № 40. P. 33836-33846.

231. Guo C., Sonoda E., Tang T.S., Parker J.L., Bielen A.B., Takeda S., Ulrich H.D., Friedberg E.C. // Mol. Cell. 2006. V. 23. № 2. P. 265-271.

232. Pustopalova Y., Maciejewski M.W., Korzhnev D.M. // J. Mol. Biol. 2013. V. 425. № 17. P. 3091-3105.

233. Bianchi J., Rudd S.G., Jozwiakowski S.K., Bailey L.J., Soura V., Taylor E., Stevanovic I., Green A.J., Stracker T.H., Lindsay H.D., et al. // Mol. Cell. 2013. V. 52. № 4. P. 566-573.

234. García-Gómez S., Reyes A., Martínez-Jiménez M.I., Chocrón E.S., Mourón S., Terrados G., Powell C., Salido E., Méndez J., Holt I.J., et al. // Mol. Cell. 2013. V. 52. № 4. P. 541-553.

235. Wan L., Lou J., Xia Y., Su B., Liu T., Cui J., Sun Y., Lou H., Huang J. // EMBO Rep. 2013. V. 14. № 12. P. 1104-1112.

236. Iyer L.M., Koonin E.V., Leipe D.D., Aravind L. // Nucleic Acids Res. 2005. V. 33. № 12. P. 3875-3896.

237. Keen B.A., Jozwiakowski S.K., Bailey L.J., Bianchi J., Doherty A.J. // Nucleic Acids Res. 2014. V. 42. № 9. P. 58305845.

238. Zafar M.K., Ketkar A., Lodeiro M.F., Cameron C.E., Eoff R.L. // Biochemistry. 2014. V. 53. № 41. P. 6584-6594.

239. Kobayashi K., Guilliam T.A., Tsuda M., Yamamoto J., Bailey L.J., Iwai S., Takeda S., Doherty A.J., Hirota K. // Cell Cycle. 2016. V. 15. № 15. P. 1997-2008.

240. Gulliam T.A., Jozwiakowski S.K., Ehlinger A., Barnes R.P., Rudd S.G., Bailey L.J., Skehel J.M., Eckert K.A., Chazin W.J., Doherty A.J. // Nucleic Acids Res. 2015. V. 43. № 2. P. 10561068.

241. Gulliam T.A., Bailey L.J., Brissett N.C., Doherty A.J. // Nucleic Acids Res. 2016. V. 44. № 7. P. 3317-3329.

242. Stojkovic G., Makarova A.V., Wanrooij P.H., Forslund J., Burgers P.M., Wanrooij S. // Sci. Rep. 2016. V. 6. 28942.

243. Köberle B., Koch B., Fischer B.M., Hartwig A. // Arch. Toxicol. 2016. V. 90. № 10. P. 2369-2388.

244. Markkanen E., Meyer U., Dianov G.L. // Int. J. Mol. Sci. 2016. V. 17. № 6. E856.

245. Lange S.S., Takata K., Wodd R.D. // Nat. Rev. Cancer. 2011. V. 11. № 2. P. 96-110.

246. Korzhnev D.M., Hadden M.K. // J. Med. Chem. 2016. Epub ahead of print.

Актуальность: Данная тема является актуальной по причине того, что репарация является свойством живой клетки бороться с различными повреждениями ДНК, чтобы сохранить целостность ДНК. Данная тема затрагивает одну из важных задач современной медицины.

Цель: понять, как нарушается целостность генетического материала клетки и какие существуют восстановительные механизмы ДНК и как они работают.

Задачи:

1. Изучить, что такое репарация.

2. Разобрать, как происходит повреждение ДНК и по каким причинам

3. Выяснить, как работают репарационные механизмы ДНК

Содержание………………………………………………………………….стр.

1. Введение………………………………………………………………….…3

2. Нарушения в ДНК…………………………..…………………………….…4

3. «Световое восстановление»………………………………………….……..5

4. «Темновое восстановление»……………………………………………….6

5. Система репарации………………………………………………….……..7

6. Классификация репарации………………………………………………..8

7. Виды репарации……………………………………………………………9

8. Интересные факты о репарации………………………………….………11

9. Заключение………………………………………………………………..12

10. Список литературы………………………………………………………13

Введение

Репарация (от лат. reparatio — восстановление) — особая функция клеток, заключающаяся в способности исправлять химические повреждения и разрывы в молекулах ДНК, повреждённых при нормальном биосинтезе ДНК в клетке или в результате воздействия физических или химических реагентов. Осуществляется специальными ферментными системами клетки. Ряд наследственных болезней (напр., пигментная ксеродерма) связан с нарушениями систем репарации. В окружающем мире существует множество факторов, способных вызвать необратимые изменения в живом организме. Чтобы сохранить свою целостность, избежать патологических и несовместимых с жизнью мутаций, должна существовать система самостоятельного восстановления.

Нарушения в ДНК

Молекула дезоксирибонуклеиновой кислоты может быть разорвана как в ходе биосинтеза, так и под влиянием вредных веществ.

Источники повреждения ДНК:

— Ультрафиолетовое излучение

— Радиация

— Химические вещества

— Ошибки репликации ДНК

— Апуринизация — отщепление азотистых оснований от сахарофосфатного остова

— Дезаминирование — отщепление аминогруппы от азотистого основания

К негативным факторам, в частности, относят температуру или физические силы различного происхождения. Если разрушение произошло, клетка запускает процесс репарации. Так начинается восстановление исходной структуры молекулы ДНК. За репарацию отвечают особые ферментные комплексы, присутствующие внутри клеток. С невозможностью отдельных клеток осуществлять восстановление связаны некоторые заболевания.

«Световое восстановление»

Впоследствии исследования Кельнера получили свое логическое продолжение в работах американских биологов Сетлоу, Руперта и некоторых других. Благодаря труду этой группы ученых было достоверно установлено, что фотореактивация является процессом, который запускается благодаря особому веществу – ферменту, катализирующему расщепление димеров тимина. Именно они, как выяснилось, образовывались в ходе экспериментов под воздействием ультрафиолета. При этом яркий видимый свет запускал действие фермента, который способствовал расщеплению димеров и восстановлению первоначального состояния поврежденных тканей. В данном случае речь идет о световой разновидности восстановления ДНК. Определим это более четко. Можно сказать, что световая репарация – это восстановление под воздействием света первоначальной структуры ДНК после повреждений. Однако данный процесс не является единственным, способствующим устранению повреждений.

«Темновое восстановление»

Спустя некоторое время после открытия световой была обнаружена темновая репарация. Это явление происходит без какого-либо воздействия световых лучей видимого спектра. Данная способность к восстановлению обнаружилась во время исследования чувствительности некоторых бактерий к ультрафиолетовым лучам и ионизирующему излучению. Темновая репарация ДНК – это способность клеток убирать любые патогенные изменения дезоксирибонуклеиновой кислоты. Но следует сказать, что это уже не фотохимический процесс, в отличие от светового восстановления.

Механизм «темнового» устранения повреждений Наблюдения за бактериями показали, что спустя некоторое время после того, как одноклеточный организм получил порцию ультрафиолета, вследствие чего некоторые участки ДНК оказались поврежденными, клетка регулирует свои внутренние процессы определенным образом. В результате измененный кусочек ДНК просто отрезается от общей цепочки. Получившиеся же промежутки заново заполняются необходимым материалом из аминокислот. Иными словами, осуществляется ресинтез участков ДНК. Открытие учеными такого явления, как темновая репарация тканей, – это еще один шаг в изучении удивительных защитных способностей организма животного и человека.

Система репарации

Эксперименты, позволившие выявить механизмы восстановления и само существование этой способности, проводились с помощью одноклеточных организмов. Но процессы репарации присущи живым клеткам животных и человека. Некоторые люди страдают пигментной ксеродермой. Это заболевание вызвано отсутствием способности клеток ресинтезировать поврежденную ДНК. Ксеродерма передается по наследству. Из чего же состоит репарационная система? Четыре фермента, на которых держится процесс репарации – это ДНК-хеликаза, -экзонуклеаза, -полимераза и -лигаза. Первый из этих соединений способен распознавать повреждения в цепи молекулы дезоксирибонуклеиновой кислоты. Он не только распознает, но и обрезает цепь в нужном месте, чтобы удалить измененный отрезок молекулы. Само устранение осуществляется с помощью ДНК-экзонуклеазы. Далее происходит синтез нового участка молекулы дезоксирибонуклеиновой кислоты из аминокислот с целью полностью заменить поврежденный отрезок. Ну и финальный аккорд этой сложнейшей биологической процедуры совершается с помощью фермента ДНК-лигазы. Он отвечает за прикрепление синтезированного участка к поврежденной молекуле. После того как все четыре фермента сделали свою работу, молекула ДНК полностью обновлена и все повреждения остаются в прошлом. Вот так слаженно работают механизмы внутри живой клетки.

Классификация репарации

На данный момент ученые выделяют следующие разновидности систем репарации. Они активируются в зависимости от разных факторов. К ним относятся: реактивация, рекомбинационное восстановление, репарация гетеродуплексов, эксцизионная репарация, воссоединение негомологичных концов молекул ДНК. Все одноклеточные организмы обладают как минимум тремя ферментными системами. Каждая из них обладает способностью осуществлять процесс восстановления. К этим системам относят: прямую, эксцизионную и пострепликативную. Этими тремя видами восстановления ДНК обладают прокариоты. Что касается эукариот, то в их распоряжении находятся дополнительные механизмы, которые называются Miss-mathe и Sos-репарация. Биология подробно изучила все эти виды самовосстановления генетического материала клеток.

Виды репарации

1. Прямая репарация — наиболее простой путь устранения повреждений в ДНК, в котором обычно задействованы специфические ферменты, способные быстро (как правило, в одну стадию) устранять соответствующее повреждение, восстанавливая исходную структуру нуклеотидов. Так действует, например, O6-метилгуанин-ДНК-метилтрансфераза, которая снимает метильную группу с азотистого основания на один из собственных остатков цистеина.

2. Эксцизионная репарация (англ. excision — вырезание) включает удаление повреждённых азотистых оснований из ДНК и последующее восстановление нормальной структуры молекулы. Эксцизионная репарация (excision repair): процесс с участием ферментативной системы, которая удаляет короткую однонитевую последовательность двунитевой ДНК , содержащей ошибочно спаренные или поврежденные основания , и замещает их путем синтеза последовательности, комплементарной оставшейся нити. Эксцизионная репарация является наиболее распространенным способом репарации модифицированных оснований ДНК. Этот тип репарации базируется на распознавании модифицированного основания различными гликозилазами, расщепляющими N-гликозидную связь этого основания с сахарофосфатным остовом молекулы ДНК. При этом существуют гликозилазы, специфически распознающие присутствие в ДНК определенных модифицированных оснований (оксиметилурацила, гипоксантина, 5-метилурацила, 3-метиладенина, 7-метилгуанина и т.д.). Для многих гликозилаз к настоящему времени описан полиморфизм, связанный с заменой одного из нуклеотидов в кодирующей последовательности гена. Для ряда изоформ этих ферментов была установлена ассоциация с повышенным риском возникновения онкологических заболеваний.

3. Пострепликативная репарация Tип репарации, имеющей место в тех случаях, когда процесс эксцизионной репарации недостаточен для полного исправления повреждения: после репликации с образованием ДНК, содержащей поврежденные участки, образуются одноцепочечные бреши, заполняемые в процессе гомологичной рекомбинации при помощи белка. Пострепликативная репарация была открыта в клетках E.Coli, не способных выщеплять тиминовые димеры. Это единственный тип репарации, не имеющий этапа узнавания повреждения.

Интересные факты о репарации

1. Полагают, что от 80 % до 90 % всех раковых заболеваний связаны с отсутствием репарации ДНК[4].

2. Повреждение ДНК под воздействием факторов окружающей среды, а также нормальных метаболических процессов, происходящих в клетке, происходит с частотой от нескольких сотен до 1000 случаев в каждой клетке, каждый час.

3. По сути ошибки в репарации происходят так же часто как и в репликации, а при некоторых условиях даже чаще.

4. В половых клетках сложная репарация, связанная с гомологичной рекомбинацией не происходит из-за гаплоидности генома этих клеток.

Заключение

Репарация – это обязательное условие нормального функционирования организма. Подвергаясь ежедневно и ежечасно угрозам повреждений и мутаций ДНК, многоклеточная структура приспосабливается и выживает. Это происходит в том числе и за счет налаженной системы репарации. Отсутствие нормальной восстановительной способности вызывает болезни, мутации и другие отклонения. К ним относятся различные патологии развития, онкология и даже само старение. Наследственные болезни вследствие нарушений репарации могут приводить к тяжелым злокачественным опухолям и другим аномалиям организма. Сейчас определены некоторые заболевания, вызываемые именно сбоями систем репарации ДНК. Это такие, например, патологии, как синдром Кокейна, ксеродерма, неполипозный рак толстой кишки, трихотиодистрофия и некоторые раковые опухоли.

Список литературы

1. Кирпичев А.С., Севастьянова Г.А. Молекулярная биология М. AKADEMA. 2005г.

2. С.Коничев, Г.А.Севастьянова Молекулярная биология. — Москва: Академия, 2003г.

3. С.Г. Инге-Вечтомов. Генетика с основами селекции. — Москва: Высшая школа, 1989г.

4. Кирилл Стасевич Как клетка чинит свою ДНК. Наука и жизнь. — 2015г.

5. Б. Льюин. Гены 1987г.